توپوگرافی‌های نانو و میکرو مقیاس جهت جلوگیری از رسوب سطحی باکتریایی

اسفند 22 نوشته شده توسط 
این مورد را ارزیابی کنید
(1 رای)

نویسندگان : *Mary V. Graham and Nathaniel C. Cady
ترجمه : ارسلان فائق فرید

State University of New York (SUNY) College of Nanoscale Science & Engineering, 257 Fuller Road, Albany, NY 12203, USA

E-Mail: از این آدرس ایمیل در مقابل روبوت های اسپمر محافظت می شود. جهت مشاهده آن باید جاوااسکریپت فعال باشد.

E-Mail: از این آدرس ایمیل در مقابل روبوت های اسپمر محافظت می شود. جهت مشاهده آن باید جاوااسکریپت فعال باشد.

Tel.: +1-518-956-7354

منتشر شده در 17 ژانویه 2014
نسخه آنلاین انگلیسی : www.mdpi.com/2079-6412/4/1/37/htm

خلاصه:

رسوبات سطحی باکتریایی برای گستره ی وسیعی از کاربردها و صنایع، مشکل آفرین است؛ اما محدود به قطعات پزشکی (ایمپلت‌ها، مفاصل جایگزین، استنت‌ها، ضربان‌سازها) ، زیرساخت‌های شهری (لوله‌کشی‌ها، تصفیه خانه فاضلاب)، تولید مواد غذایی (سطوح فرآوری مواد غذایی، تجهیزات فرآوری) و حمل و نقل (بدنه کشتی‌ها، مخازن سوخت هواپیما) نمی‌شود. یک روش جهت مبازه با زیست رسوب (biofouling) باکتریایی، اصلاح ساختار توپوگرافی سطح مورد نظر از طریق محدودسازی توانایی سلول‌های منفرد جهت چسبیدن به سطح، تشکیل کلنی و شکل‌‌دهی به بیوفیلم باکتریایی است؛ گروه‌های تحقیقاتی متعدد نشان داده‌اند که توپوگرافی‌های میکرو و نانومقیاس به طور قابل توجهی، زیست رسوب باکتریایی را برای هم سلول‌های منفرد و هم بیوفیلم‌های باکتریایی کاهش می‌دهد. استراتژی‌های ضدرسوب که از ویژگی‌های توپوگرافی سطحی مهندسی شده به همراه ابعاد و اشکال معین استفاده می‌کنند، میزان بالاتری از بازدارندگی قابل کنترل را روی سلول‌های الصاقی اولیه در مقایسه با سطوح نامعین، بافت‌دار یا متخلخل، نشان می‌دهد. این مقاله‌ مروری خواهد بود بر روش‌ها و تکنیک‌های استفاده شده توسط محققان، از جمله پژوهشی متعلق به گروه خودمان و همچنین خواص فیزیکی اساسی این توپوگرافی‌های مهندسی شده با ساختار میکرو/ نانومقیاس که به طور قابل توجهی، چسبیدن سطحی باکتریایی را تحت تأثیر قرار می‌دهد.


کلمات کلیدی: توپوگرافی؛ باکتری؛ زیست رسوب؛ بیوفیلم؛ سطح؛ پیوست؛ ضدرسوب؛ نانوتکنولوژی؛ نانوساخت

 

1. مقدمه

1‌.‌1 بررسی اجمالی
باکتری تقریباً در هر نوع محیطی ساکن می‌شود و در هوا، آب و به ویژه روی سطوح می‌تواند یافت شود. پیوستن و رشد باکتری‌های مرتبط سطحی، به واسطه‌ی طیف گسترده‌ای از مکانیزم‌های چسبیدن و رشد انجام می‌شود و در نتیجه‌ی آن، تراکم باکتریایی تشکیل شده که با نام بیوفیلم شناخته می‌شود. پیوستن سطحی و متعاقباً تشکیل بیوفیلم، نوعی از "زیست رسوب" هستند که به صورت انباشتی از ماده زیستی روی سطح مواد مشخص می‌شود. درحالی که زیست رسوب باکتریایی تحت برخی شرایط می‌تواند مفید باشد، مثلاً در سیستم‌های تصفیه فاضلاب برپایه‌ی بیولوژیک؛ ولی بیشتر زیست رسوبات می‌توانند برای سیستم مورد نظر مضر یا حتی مخرب باشد. پژوهش‌های زیادی وقف جلوگیری و یا کاهش زیست رسوب باکتریایی شده است، به ویژه در زمینه‌های قطعات پزشکی، حمل و نقل ( در درجه اول در صنعت دریایی) و صنایع غذایی. ما در تیم تحقیقاتی خود، در درجه اول بر جلوگیری از زیست رسوب در قطعات پزشکی متمرکز شدیم، چراکه رسوب بیماری‌زای باکتریایی مبتنی بر قطعه‌، می‌تواند منجر به بیماری و در موارد شدیدتر باعث مرگ و میر شود. این بررسی، تحقیقات اولیه بر رسوبات میکروارگانیزمی روی سطوح زبر و بافت‌دار را مورد توجه قرار داده، سپس به تحقیقات اخیر روی توپوگرافی سطحی مهندسی شده با هدف ضدرسوب کردن، گسترش پیدا کرده است. ما همچنین به برخی از مکانیزم‌های پنهان پشت خواص توپوگرافی ضدرسوبی در رده‌ی میکرو و نانومقیاس پی بردیم.

2.1 پیوست سطحی و تشکیل بیوفیلم
رسوب زیستی حاصل از میکروارگانیزم‌ها با الصاق و چسبیدن اولیه به سطوح آغاز می‌شود، و به طور معمول با رشد و تبدیل شدن به بیوفیلم، دنبال می‌شود. بیوفیلم‌ها جوامع سازمان‌یافته از سلول‌های میکروبی جاسازی شده در مواد پلیمری خارج سلولی (EPS) هستند [1،2،3]. EPS عمدتاً از پلی ساکاریدها، اسیدهای نوکلئیک، پروتئین‌ها و دیگر مواد مترشحه تشکیل شده که سلول‌های تشکیل‌دهنده را روکش کرده و اغلب آنها را در برابر حذف مکانیکی، پاسخ های ایمنی میزبان و درمان آنتی‌بیوتیک مقاوم می‌کند[1،2،3،4]. با توجه به اینکه بیوفیلم‌ها نسبت به حذف و حساسیت نسبت به درمان‌های شیمیایی و آنتی‌بیوتیکی، افزایش مقاومت نشان می‌دهند [5]، پیشگیری درحین فاز اولیه چسبیدن، مطوب به نظر می‌رسد. در این مرحله‌ی اولیه، اتصال سلول به سطح، یک فرآیند تا حدی برگشت‌پذیر به نظر می‌رسد که نسبت به مراحل بعدی از تشکیل بیوفیلم، میتواند به شکل راحت‌تری مختل شود[6]. کلید این استراتژی، یافتن روش‌های پیشگیرانه‌ی سطحی، جهت محدودسازی الصاق اولیه‌ی سلول‌های شناور آزاد (پلانکتونیک) است؛ که با راهکارهای متفاوتی شامل، پروتئین‌های چسبنده، زائده‌ها و به وسیله ترشح EPS به سطوح می‌چسبند. پیوست باکتریایی در این مرحله‌ی اولیه، یک فرایند پیچیده به تمام معناست که توسط فعل و انفعالات سلول-سطح کنترل می‌شود. این فعل و انفعالات را می‌توان تا حد زیادی توسط شیمی سطح (گروه های عملکردی، بار الکترواستاتیک، پوشش)، انرژی سطحی (مربوط به خاصیت آب گریزی سطح)، خواص مکانیکی (مدول الاستیک، نیروهای برشی)، شرایط محیطی (دما، pH، سطح مواد مغذی، رقابت ارگانیزمی)، توپوگرافی سطح و همچنین ساختارهای سطح باکتری (پیلی، تاژک، فیمبریه، ادهسین‌ها) تحت تاثیر قرار داد[7،8،9،10،11،12،13،14،15،16،17،18]. سلول‌های چسبیده به سطوح توسط ترکیبی از این عوامل (خواص سطح، شرایط زیست محیطی و فیزیولوژی سلول) اداره می‌شود، که عدم توجه به تأثیر تک تک عوامل را تقریباً غیرممکن می‌سازد. با این حال، شایسته است برای درک بهتر کل فرآیند زیست رسوب، تک تک عوامل مستقلاً، مورد مطالعه قرار گیرد.

3.1 زیست رسوب در قطعات پزشکی
زیست رسوب باکتریایی بر روی سطوح قطعات پزشکی کار گذاشته شده درون بدن، علت اصلی عفونت و بیماری‌های مرتبط با قطعه‌ است. گزارش‌ها نشان می‌دهد که در ایالات متحده به تنهایی، بیش از نیمی از عفونت‌های بیمارستانی که سالانه اتفاق می‌افتد، با قطعه‌های کار گذاشته شده پزشکی درون بدن، مرتبط است [18]. مطالعات سالانه نشان می‌دهد که کاتترها عامل صدها هزار از عفونت‌ها به شمار می‌روند، و منجر به وارد آمدن، هزینه قابل توجه و بار مسئولیت به سیستم بهداشت و درمان می‌شود [18]. سطح بسیاری از ایمپلنت‌ها به منظور تقویت پیوستگی با بافت نرم و یا سخت ، طراحی شده است [19]. در نتیجه این سطوح، یک بستر مناسب برای رشد باکتری، تشکیل کلنی و شکلگیری بیوفیلم، فراهم می‌کنند [20]. هر دوی عفونت‌های حاد و مضمن با قطعه‌های آلوده به بیوفیلم در ارتباط هستند. چنین عفونت‌هایی حتی می‌توانند دوره‌های نهفتگی داشته باشند و به دنبال آن منجر به رخدادهایی غیر منتظره از فعالیت مجدد، در تمام طول زندگی بیمار شود [21]. پاتوژن‌ها قطعه‌های پزشکی کار گذاشته شده درون بدن را از طریق عوامل بیرونی، آلوده می کنند. باکتر‌های خارجی می‌توانند از طریق ابزار جراحی آلوده (که طی مراحل آماده‌سازی جراحی آلوده شده‌اند)، یا در طول جاگذاری قطعه، به آن منتقل شود [21]. همچنین، باکتری‌های بدن میزبان نیز می‌توانند بعد از عمل، روی ایمپلنت‌ها، تشکیل کلنی دهند. تشکیل کلنی توسط باکتری‌های بدن میزبان، میتواند تا هفته‌ها یا ماه‌ها بعد از کاشت ایمپلنت، اتفاق بیفتد و منجر به عفونت‌های نهفته شود [21]. تشکیل کلنی روی قطعه از هر دو راه، اغلب شکلگیری بیوفیلم را به دنبال دارد (که حذف و اصلاح را سخت تر می‌کند) و اغلب منجر به مقاومت باکتری در برابر درمان‌های آنتی‌بیوتیکی می‌شود [22]. این می تواند به عفونت سیستمیک یا بیماری منجر شود، که اگر میزبان در حالت عفونی و چرکی باقی بماند، می‌تواند در نهایت باعث مرگ شود. قطعاتی که به طور معمول با تشکیل بیوفیلم باکتریایی در ارتباط هستند، شامل ایمپلنت‌های بدون جراحی (مانند : لنزهای تماسی، لوله‌های نای و کاتترهای وریدی و ادراری) همچنین ایمپلنت‌های دائمی (مانند : دریچه‌های قلبی، گرافت عروقی، قطعات تقویتی جراحی پلاستیک و مفاصل جایگزین) هستند [21،23]. پاتوژن‌های مختلفی در عفونت‌های مربوط به قطعه، دخیل هستند؛ از آن جمله می‌توان اشریشیا کولی، استافیلوکوکوس اورئوس، استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس، سودوموناس آئروژینوزا، سودوموناس فلورسنس، لیستریا اینوکوئا و انتروکوک فکالیس را نام برد.

جلوگیری از پیوستن باکتری به سطح برای کاهش عفونت‌های مبتنی بر قطعات پزشکی کار گذاشته شده در بدن، یک امر حیاتی است. راه‌های متعددی به عنوان چاره‌ای برای مبارزه با این مسئله مورد بررسی قرار گرفته است که شامل استفاده از درمان‌های آنتی‌بیوتیکی مختلف، روش‌های دارورسانی و پوشش‌های سطحی می‌شود [21،24،25،26،27،28،29،30]. اگرچه تأثیر این روش‌ها به شکل قابل ملاحظه‌ای مؤثر ارزیابی شده است، ولی آنها در اثرات بلند مدت، محدود باقی مانده‌اند. بیشتر این پوشش‌های سطحی و دستگاه‌هایی که با آنتی‌بیوتیک‌های آزادشونده با گذر زمان، پرشده بودند؛ در اصل بسیار موقتی بوده و طی زمان به اتمام می‌رسند [8،31،32،33]. بعلاوه، مطالعات نشان می‌دهند که باکتری‌ها می‌توانند مقاومت افزایش‌یافته‌ای را در برابر درمان‌های آنتی‌بیوتیکی و پوشش‌های آنتی باکتریال، ایجاد کنند، که اساساً آنها را بی اثر می‌کند [34،35،36]. درحالیکه جنبه‌هایی از متغیرها و شرایطی که می‌توانند پشت هم و با تنظیم دقیق، جهت تولید سطوح بهینه‌ی ضدرسوب، استفاده شوند، باقی مانده است؛ هنوز هم یک نیاز برای کشف یک استراتژی پایدارتر، وجود دارد.

4.1 . استفاده از توپوگرافی جهت مهار چسبیدن و تشکیل زیست رسوب
تعاملات سلولی با سطح، توسط جنبه‌های مختلفی کنترل می‌شود که شامل، شیمی سطح، بار الکتریکی سطح، خواص مکانیکی سطح و ساختار توپوگرافی است. در اغلب مواقع، توپوگرافی سطح، در مقیاس ماکرو (اندازه میکرومتری و بیشتر)، کنترل شده است ولی در مقیاس نانو و میکرو خیلی کنترل شده نیست. اکثر سلولهای باکتریایی در محدوده اندازه میکرومتر هستند، درحالیکه زائده‌های سطحی آنها در محدوده‌ی اندازه نانومتری است. پس کنترل توپوگرافی سطحی در محدوده اندازه نانومتر تا میکرومتری، می‌تواند یک نقش محوری در الصاق باکتری و متعاقباً تشکیل زیست رسوب و بیوفیلم، ایفا کند. گروه های تحقیقاتی متعدد این فرضیه را اتخاذ کرده‌اند و توپوگرافی را به عنوان یک پارامتر کلیدی برای توسعه سطوح ضد رسوب، بررسی می‌کنند. درحالیکه مهندسی توپوگرافی سطح به اندازه بقیه استراتژی‌های فوق الذکر، به طور گسترده بررسی نشده است، ولی دارای مزیت‌هایی شامل غیر سمی بودن (که پتانسیل عوارض/ناسازگاری دارویی را کاهش می‌دهد) و مستقل از نوع ماده است (فرض کنید که ماده می‌تواند برای توپوگرافی‌های مهندسی‌شده‌ی حال حاضر قالبگیری یا ساخته شود که بیشترین هماهنگی و مطابقت را با آن داشته باشد). بسیاری از گروه‌ها با استفاده از تکنیک‌های ساخت متعدد، (لیتوگرافی نرم و تکنیک‌های قالبگیری دوگانه، چاپ میکروتماسی، لیتوگرافی پرتوی الکترونی، لیتوگرافی چاپی، لیتوگرافی نوری، روش‌های آبکاری و غیره) [37،38،39،40،41،42،43،44،45،46،47] بر روی طیف گسترده‌ای از بسترها، اعم از مواد مختلف پلیمری (سیلیکون، پلی استایرن، پلی اورتان و رزین های اپوکسی) تا فلزات و اکسیدهای فلزی (سیلیکون، تیتانیوم، آلومینیوم، سیلیس و طلا) توپوگرافی سطحی مهندسی ساخته‌اند [21،40،45،47،48،49،50،51،52،53،54،55]. بعلاوه، توپوگرافی مهندسی شده، می‌تواند به عنوان بخشی از یک استراتژی چند وجهی برای جلوگیری از تشکیل زیست رسوب در نظر گرفته شده و می‌تواند با سایر روش‌ها، از جمله، راهکار‌های مبتنی بر شیمی سطح، افزودن عوامل آنتی بیوتیک/باکتری و ... ترکیب شود [56،57].

مطالعات اولیه که به بررسی تأثیر توپوگرافی سطح بر تشکیل زیست رسوب پرداخته‌اند، روی توپوگرافی‌های سطحی تمرکز کرده بودند که توسط روش‌های ماشینکاری، زبر کردن و تکنیک‌های پرداخت، تولید شده بودند [58]. مشاهده شد که در این سطوح، سلول های باکتریایی رسوبی به محکمی بین شیارها و حفره‌های با اندازه‌ی تصادفی، رسوخ کرده اند. علاوه بر این، حضور شیارها و حفره‌های باریک، سخت‌تر شدن روند حذف سلول باکتری را به ویژه در تجهیزات فرآوری مواد غذایی نشان داد [59]. در یک مطالعه مشابه، توپوگرافی سطح که شامل "زبری تصادفی بافت‌دار"بود، به بقای سلول باکتری کمک کرده و تشکیل کلنی و آلودگی را ارتقاء داد [60].

اخیراً، گروه‌های مختلفی توجه خود را معطوف به استفاده از توپوگرافی سطحی مهندسی شده‌ای، ساخته‌اند که قابل مدرج و متناسب سازی برای مهار رسوب ارگانیزم‌های خاص یا گروهی از ارگانیزم‌ها باشد. فرضیه کلی این مطالعات آن است که توپوگرافی‌هایی با ویژگی ابعادی (برای مثال: شکل، ارتفاع/عمق، عرض، طول) و فواصل مشخص، می‌تواند به طور خاص جهت مطابقت با ارگانیزم هدف، متناسب شود تا در نهایت جابجایی سلول‌های متحرک را محدود و مهار سازد و مساحت سطح تماسی که سلول‌ها قادر به ایجاد با سطح هستند را محدود کند. با اضافه کردن کنترل بر ساختار ویژگی‌های سطحی (که می‌تواند به شدت پیوست باکتریایی اولیه را محدود سازد)، منجر به کاهش تشکیل کلنی و شکلگیری بیوفیلم می‌شود.
در این مقاله‌ی مروری، ما تا حد زیادی روی بررسی مطالعات اخیر که از توپوگرافی سطحی مهندسی شده استفاده کرده‌اند ، متمرکز شده‌ایم و به بررسی خواص فیزیکی اساسی محتملِ توپوگرافی‌های میکرو و نانومقیاس که وجود آنها برای ساخت سطوح ضد رسوب ضروری است، پرداخته‌ایم.

2. توپوگرافی سطحی مهندسی شده در مقیاس میکرون جهت مهار زیست رسوب

1.2 مطالعه اولیه: تأثیر میکروتوپوگرافی بر زیست رسوب
تحقیق اولیه در صنایع غذایی، زمینه‌ساز بسیاری از تلاش‌های فعلی برای مهندسی سطوحی است که قادر هستند، پیوستن و تکثیر باکتری را کاهش دهند. آلودگی سطوح آماده‌سازی غذا و ماشین‌آلات فرآوری غذا خصوصاً زمانی که باکتری‌ها دربرابر مواد ضدعفونی کننده شیمیایی یا فرآیند پاکسازی مکانیکی، پایدار و مقاوم هستند، مشکل آفرین است [17]. به عنوان مثال، یافتن ارگانیزم‌های باکتریایی ساکن بر فولاد ضدزنگ استاندارد صنعتی، جایی که عموماً مواد غذایی به کار گرفته می‌شوند، غیر معمول نیست. به طور کلی، تا زمانی که سطح در شرایط سالم و بهداشتی است، آلودگی‌های باکتریایی را می‌توان با خیال راحت با استفاده از شیوه‌های استاندارد رایج صنعتی، تا برآورده ساختن مقررات استاندارد، از سطح حذف کرد. با این حال، با ادامه استفاده، این سطوح دچار تخریب شده و سایش طبیعی منجر به بروز عیوب جزئی، خراشیدگی و حفره می‌شود. سطوح فرسوده مکانیکی و آسیب دیده، نشان داده‌اند که سلول‌های باکتریایی را بین شیارهای باریک، چاله‌ها و ترک‌ها، به دام می‌اندازند. این امر نهایتاً، تمیز کردن و از بین بردن مؤثر را با چالش‌هایی مواجه می‌کند، دسترسی و بیرون راندن باکتری‌های به دام افتاده در این نواحی با استفاده از شیوه‌های تمیز کردن عادی دشوار است. بنابراین، بهبود درک ما از مکانیک پشت بقای سلول-زیرلایه، ممکن است به اتخاذ استراتژی‌های کارآمد برای حل این موضوع کمک کند.

وایت‌هد و همکارانش، در مورد ضرورت شکل ویژگی‌های سطح برای درک اثرات بقای سلول باکتری مشاهداتی انجام دادند [58]. آنها سه ویژگی اصلی در حفظ سلول مشاهده کردند: (1) هنگامی که شیارهای سطح با فاصله‌ی کمتری از اندازه باکتری در مجاورت یگدیگر قرار دارند، احتمالاً تعاملات بین سلول و زیرلایه به حداقل می‌رسد. (2) زمانی که شیارها پهن‌تر می‌شوند (نسبت به اندازه سلول منفرد)، میکرو ارگانیزم‌ها قادر به جاگیری بین شیارها هستند، بنابراین تماس سلول-بستر بهبودیافته‌ای را شکل می‌دهند. اعتقاد بر این است که این امر، انرژی بستگی را افزایش داده و میل بقای ارگانیزم‌ها روی بستر را ارتقا می‌دهد؛ (3) در شیارهایی با فاصله بیشتر (بیشتر از اندازه سلول منفرد)، تماس حداقلی بین سلول-بستر وجود دارد، چراکه از نقطه نظر میکرو ارگانیزم، به نظر نمی‌رسد که زبری ایجاد شده از نواقص سطح را تجربه کند [58].

وایت‌هد و همکارانش بین نسبت اندازه‌ی ارگانیزم مورد نظر و سایز ابعاد ضروری مورد نیاز ویژگی‌های توپوگرافی ، جهت کاهش رسوب‌زایی توسط همان ارگانیزم، یک ارتباط درخور برقرار کردند. در بخش‌های بعدی از این بررسی، ما تحقیقی را که مطابق با این استراتژی مهندسی بود (متناسب‌سازی سطوح ضد رسوب با ارگانیزم‌های خاص، بر مبنای اندازه و شکل ارگانیزم)، مورد توجه قرار دادیم. ما بحث را با مطالعات مرتبط با زیست رسوبات دریایی آغاز کردیم و به بقیه کاربردها مانند ابزارهای پزشکی، گسترش دادیم. در حالی که هدف ما پوشش کامل توپوگرافی‌های مهندسی ضد رسوب بود، متوجه شدیم که این زمینه همچنان به نسبت نو و جدید است و نسبت به زمینه‌های بالغ دیگر، حجم گسترده‌ای از نشریات را ندارد.

2‌.‌2 . میکروتوپوگرافی‌های به کار رفته برای زیست رسوب دریایی
فراتر از صنعت مواد غذایی، زیست رسوب بخصوص برای صنایع دریایی مشکل ساز است. میکروارگانیزم‌های انباشته شده بر روی سطوح کشتی‌های دریاپیما، مصرف سوخت را در نتیجه‌ی اضافه شدن بر نیرو‌های پسار (Drag) ، افزایش می‌دهد. بعلاوه، فرآیند خوردگی زیستی می‌تواند منجر به از دست رفتن استحکام بدنه یا حتی در شدت بیشتر، ایجاد شکاف در ساختار بدنه شده و به تعمیرات گران قیمت، بیانجامد [61]. تنوع گسترده‌ای از عوامل شامل، قارچ، تک یاخته، جلبک و بی‌مهرگان در تشکیل زیست رسوب دریایی مقصر هستند. استراتژی‌های معمول برای جلوگیری یا برطرف کردن زیست رسوب دریایی شامل استفاده از رنگ‌ها و پوشش‌های سمی، تکرار روش‌های تمیزکاری مکانیکی، می‌شود. تمیز کردن مداوم هزینه و زمان‌بر است، حال آنکه استفاده از رنگ‌ها و پوشش‌های سمی، می‌تواند عواقب زیست محیطی داشته باشد، بنابراین بسیاری از پوشش‌ها تحت بررسی سازمان‌های نظارتی چون آژانس حفاظت از محیط زیست (EPA) هستند. پس یافتن راهکارهای غیرسمی که منطبق بر نگرانی‌های زیست محیطی باشد، منجر به توسعه ویژگی های سطحی با توپوگرافی مهندسی شده‌ای شود که خواص ضد رسوبی از خود نشان می‌دهند [62].

در نشریات متعدد، شوماخر و همکارانش، یک روش تقلید شده‌ی زیستی را جهت طراحی توپوگرافی‌های ضد رسوبی، توصیف کرده‌اند [14،61،63]. در این مطالعات، از توپوگرافی سطحی مهندسی ساخته شده از الاستومر سیلیکونی، به منظور کاهش پیوستن هاگ‌های جلبک (Ulva spp.) استفاده شد. ویژگی‌های توپوگرافی مورد بررسی شامل، سطوح کنترلی با سطح صاف (مثلا: بدون توپوگرافی)، پشته‌های خطی (زائده‌هایی به پهنای 2 میکرومتر که با کانال‌هایی به پهنای 2 میکرومتر بینشان جدا شده بودند)، ستون‌های دایره‌ای جاگرفته به شکل شش وجهی (با قطر 2 میکرومتر)، مثلث‌های متساوی الاضلاع (10 میکرومتر) ترکیب شده با ستون‌های گرد (قطر 2 میکرومتر) و در نهایت طرح Sharklet AF™ (متشکل از دنده‌های 2 میکرومتری به طول‌های 4، 8، 12 و 16 میکرومتر). هریک از این الگوهای توپوگرافی، کاهش پیوستن هاگ‌های U. linza را در مقایسه با سطح صاف نامعین نشان دادند. بعلاوه، طرح Sharklet AF™، بیشترین اثر ضد رسوبی را داشت. در واقع آزمایشگاه ما، نسخه‌های سیلیکونی از طرح اصلی Sharklet AF و طرح معکوس شده‌ی آن ساخت (شکل 1). همانطور که از نام آن پیداست، Sharklet یک طرح تقلیدی زیستی با الهام از پوست ضد میکروب کوسه‌های شناگر سریع است. تا به امروز، درخواست تجاری بسیاری برای استفاده در طیف وسیعی از ابزارهای کاربردی بدست آورده است. ولی چه ویژگی‌هایی آن را توپوگرافی ضد رسوب اینچنین مؤثری ساخته است؟

شکل 1 . میکروگراف الکترونی از توپوگرافی مهندسی شده با اهداف ضد رسوبی. یک کپی از الگوی تقلید زیستی "Sharklet AF" [61] ساخته شده توسط نویسندگان، نشان داده شده است. توپوگرافی در فرم فرورفته (A) که در آن خطوط کوتاه تکرارشونده به طور سه بعدی فرو رفته‌اند و فرم برجسته (B) که در آن خطوط کوتاه تکرارشونده خارج از سطح قرار گرفته‌اند؛ ساخته شد.

فرضیات زیادی راجع به مکانیزمی که Sharklet AF™ با آن در برابر پیوست میکروارگانیزمی مقاومت می‌کند، مطرح شده است [64،65]. مطالعات بوشان روی ساختارهای سطحی الهام گرفته از طبیعت، قسمتی از مکانیزم پشت این اثر را آشکار ساخته است [64]. کوسه‌های شناگر سریع، دارای پوست چند منظوره‌ای هستند که با ترشح یک لایه محافظ مخاطی و با توپوگرافی سه بعدی از ساختارهای ریز روی پوستش، کاهش کشش (drag) را تسهیل می‌کند. عنصری از پوست آنها که مؤثرترین کاهش در پیوست میکروبی را نشان داده ‌است، حضور ریز ساختارهایی است که به نام "دندانه‌های"پوستی (دندان پوست) شناخته می‌شود و کل بدنش را پوشانده است. دندانه‌ها شامل "پشته‌هایی" هستند که در جهت جریان مایع، مرتب شده‌اند. ظاهراً اندازه و فاصله‌ی منحصر به فرد این "پشته‌ها" باعث جلوگیری از پیوست میکرو ارگانیزمی (نظیر هاگ‌هایی با قطر حدود 5 تا 10 میکرومتری از جلبک Ulva spp.) شده است. بوشان، دیگر موارد اجرایی ‌ بهینه‌ شده از این "پشته‌ها" را نیز توصیف کرد[64]. آنها عبارت بودند از هندسه‌های: دندانه اره‌ای، حلزونی، و تیغه‌ای. زمانی که مقایسه‌ای بین این سه نوع از نظر کاهش بهینه کشش انجام گرفت، پشته‌های تیغه‌‌ای بیشترین میزان کاهش کشش را به اثبات رساند و به دنبال آن، پشته‌های حلزونی شکل و در نهایت دندانه‌های اراه‌ای.

در راستای توسعه‌ی طرح بسیار مؤثر ضد رسوب Sharklet، گروه شوماخر به بررسی تغییرات روی این زمینه پرداخته‌اند. فرض اول آنها این بود که سطوح ضد رسوب بر مبنای توپوگرافی، زمانی که اندازه‌ی ارگانیزم رسوبی مورد نظر، مد نظر قرار بگیرد، تأثیر بهتری خواهد داشت. از آنجا که میکروارگانیسم‌ها دارای طیف گسترده‌ای از ابعاد خارجی هستند، توپوگرافی سطحی که تنها شامل یک مقیاس طولی است، به عنوان یک پوشش ضد رسوب دریایی فراگیر، احتمالاً کارآمد نباشد. توسعه گروهی از الگوهای توپوگرافی که قادر به محدودسازی پیوست سطحی برای ارگانیزم‌هایی با اندازه و مورفولوژی متغیر باشد، حیاتی می‌شود. برای این منظور، نویسندگان استراتژی سلسله مراتبی را توسعه دادند که از تلفیق توپوگرافی ریزتر ضد جلبک (طرح Sharklet با نسبت 2) با توپوگرافی درشت‌تر ضد بارناکل (نوعی بندپا barnacle) (پشته‌هایی با بلندی 40 میکرونی) بدست می‌آید [14]. نتایج، یک کاهش 97% در مقدار پیوست میکروارگانیزم‌ها، نشان داد. در حالی که ویژگی‌های توپوگرافی سلسله مراتبی ممکن است یک اثر ضد رسوبی افزایش یافته‌ای را فراهم کند، ساختشان می‌تواند مشکل باشد. تکنیک‌های سنتی قالب‌ریزی پلیمری وابسته به قالب‌های فوق دقیق می‌باشد. ایجاد ویژگی‌های سلسله مراتبی در چنین قالب‌هایی می‌تواند مشکل بوده و نیازمند روش‌های جایگزین مانند قالب‌ریزی دو مرحله‌ای یا پیوند قسمت‌های کوچکتر روی بستر قالبگیری شده بعد از اتمام قالب‌ریزی سازه‌ی پایه است. به همین علت و دیگر دلایل، طرح سلسله مراتبی به طور کامل برای اهداف ضد رسوبی قابل بهره برداری نیست.

گروه شوماخر همچنین به بررسی نقش تناسب میکرو ساختارها (نسبت ارتفاع و/یا عمق و ابعاد جانبی/پهنای ساختارها) در بقای سلول پرداختند. آنها استدلال می‌کنند که علاوه بر اندازه (قطر، طول و ...) میکروارگانیزم‌های رسوبی، اندازه و عملکرد مقرر اندام‌های حسی‌شان که در جستجوی مکان ایده‌آل، حرکت و کاوش می‌کند، باید در نظر گرفته شود. با استفاده از توپوگرافی Sharklet، آنها رفتارهای پیوستی را روی سطوح با ساختار ارتفاع مختلف (1، 2 و 3 میکرومتر) بررسی کردند [14]. یافته‌های آنان نشان می‌دهد که ارتباط معنی داری بین نسبت و اثر بخشی ضد رسوبی وجود دارد. به ازای یک واحد افزایش نسبت، پیوست (ارگانیزمی) به طور قابل توجهی 42٪ تا 45٪ کاهش یافت.

3.2 روشی برای پیشبینی اثربخشی ضد رسوبی سطوح میکروتوپوگراف
استراتژی تقلیدی از طبیعت که توسط شوماخر و همکارانش برای خلق توپوگرافی Sharklet به کار گرفته شد، یک روش مؤثر را برای ساخت سطوح ضد رسوبی که به طور جامع نقش طراحی سلسله مراتبی را روی تشکیل بیوفیلم‌های چندگانه بازی می‌کند، و همچنین تأثیری که تناسب بر میزان پیوست زوائد میکروارگانیزم‌ها دارد را نشان داد. این رویکرد برای مدت محدودی یعنی تا یافتن ارگانیزم‌ها یا سطوحی که ذاتاً ضد رسوب هستند یا با اصلاح سطوح موجود و ارتقاء خاصیت ضد رسوبی آنها باقی است. پس، یکی از گام‌های منطقی بعدی، یافتن متد‌های پیشبینی کننده برای ترسیم ارتباط بین الگوی توپوگرافی و توانایی آن برای کاهش پیوست سلولی است. شوماخر و همکارانش دو روش را برای رشیدن به این منظور، تدوین کرده‌اند. (1) شاخص زبری مهندسی (ERI) و (2) نانو نیروی متغیر نسبی.

شاخص زبری مهندسی (ERI) یک مقدار بدون واحد است که برای مشخصه یابی سطوح با توپوگرافی مهندسی مورد استفاده است. فرمول نشان داده شده در معادله (1) منحصراً بر سه پارامتر مرتبط با هندسه، آرایش فضایی و اندازه ساختارهای توپوگرافی، بنا نهاده شده است. این فرمول شامل فاکتور زبری (r) ونزل (Wenzel) [66]، کسر فرورفتگی سطحی (fD) و درجه آزادی حرکتی (df) [61].

(1)                     ERI = (r × df)/fD

تشریح جزئی‌تر هریک از پارامترها را می‌توان در استنادات مرتبط، یافت [66،67،68،69،70،71]. ولی همانطور که توسط شوماخر و همکارانش توصیف شده است [61]، فاکتور زبری ونزل (r)، به عنوان نسبت مساحت سطح واقعی به مساحت سطح پیشبینی شده، شناخته می‌شود. مساحت سطح واقعی شامل مساحت کل با احتساب قله‌ی ساختارها، دیوارهای جانبی ساختارها و مساحت نواحی فرورفته (کف) بین ساختارها است. بنابراین، مساحت سطح پیشبینی شده فقط شامل مساحت قله‌ی ساختارها و فرورفتگی‌ها/کف (بدون احتساب مساحت دیواره‌های جانبی) است.

در مطالعه شوماخر و همکارانش [61]، کسر فرورفتگی سطحی (fD) به عنوان نسبت مساحت سطح فرورفته بین ساختارهای برآمده و مساحت سطح پیشبینی شده (که در بالا اشاره شد)، توصیف شده است. شوماخر و همکارانش تعیین کردند که این به اصطلاح کسر فرورفتگی سطحی، معادل هر دوی1–φS و 1–f1 است، که φS همانطور که با جزئیات توسط بایکو (Bico)، کغر (Quéré) و همکارانشان توصیف شده، کسر جامد سطح است [67،68،69،71]. فکتور f1 اشاره به تعامل میان جامد-مایع در رابطه‌ی کسی-باکستر برای تر شوندگی، دارد [70]. اصطلاح نهایی، یعنی درجه آزادی حرکتی (df) در ارتباط با پیچ و خم سطح و توانایی یک ارگانیزم برای دنبال کردن تورفتگی‌های (مثلاً شیارها یا مناطق فرورفته) بین ساختارهای سطح توپوگرافی در مطالعه شوماخر و همکارانش توصیف شده است. به عنوان مثال، چنانچه یک منطقه تورفته، یک شبکه متقاطع متوالی شکل دهد که اجازه حرکت در صفحه x و y را بدهد، آنگاه df برابر با 2 خواهد بود. متناوباً، چنانچه منطقه تورفته شبیه به یک آرایه از گودال‌های خطی باشد، که حرکت را به مثلاً جهت x محدود سازد، آنگاه df برابر با 1 خواهد بود.

شوماخر و همکارانش یک ارتباط معکوس بین انباشتگی پیوست میکروارگانیزمی و مقدار ERI نشان دادند. پس، از بین تمام سطوح توپوگرافی تست شده توسط آنها (صاف، پشته‌ها، ستون‌ها با چینش شش ضلعی، مثلث‌های متساوی‌الاضلاع احاطه شده با ستون‌های با آرایش شش ضلعی و الگوی توپوگرافی Sharklet)، الگوی Sharklet، بیشترین مقدار ERI و در نتیجه کمترین انباشتگی از پیوست سلولی را دارا بوده. تا به امروز انطباق‌های بیشتری روی مفهوم ERI با هدف بهنه کردن فرمول آن اعمال شده [72].

اگرچه مدل ERI در ارتباط با پیشبینی رفتارهای پیوستی مابین ساکن شدن میکروارگانیزم‌ها و یک سطح با توپوگرافی مشخص و متشکل از ساختارهای مهندسی، حاوی اطلاعات کاملا مفیدی است، ولی گروه ما نشان داد که خیلی هم بدون محدودیت نیست [73]. هم‌چنانکه ما پی بردیم که مقدار ERI در ارتباط خوبی با پیوست مجموعه‌ای از ساختارهایی است که ما تست کردیم، به نظر می‌رسد این ارتباط برای فقط یک طیف از اندازه ساختارها محدود شده است. مادامی که ساختارهای ما به صافی نزدیک‌تر می‌شد (هم از راه ساختارهای با اندازه بسیار کوچک و هم از راه ساختارهای با اندازه بزرگ)، ERI قادر به پیشبینی دقیق پیوست سلولی نبود. قابل توجه است که ERI هیچ مفهومی از مقیاس در برندارد. ERI ارتباط بین اندازه ساختار مؤثر و سایز ارگانیزم را در بر نمی‌گیرد. بلکه، ERI بر محقق، جهت محدود ساختن دامنه بررسی به توپوگرافی سطحی متشکل از ساختارهایی با ابعاد نسبی مشابه با ارگانیزم مورد نظر، تکیه دارد. بدون مفهوم مقیاس، به ERI تنها می‌توان به عنوان یک شاخص کلی از تأثیر توپوگرافی‌های ضد رسوب، تکیه کرد. ERI نمی‌تواند جهت بهینه سازی توپوگرافی یک سطح برای یک ارگانیزم یا مجموعه‌ای از ارگانیزم‌ها مورد استفاده قرار گیرد. به عنوان مثال، بهینه سازی شاخص ERI برای یک سطح شامل ستون‌هایی با 2 درجه آزادی، یک سطح نسبتاً صاف را نتیجه می‌دهد که در آن ستون‌ها تا جایی به هم نزدیک هستند که تفکیک‌پذیری روند ساخت اجازه آن را بدهد. ERI نمی‌تواند یک تفاوت معنی داری بین مجموعه خاصی از ویژگی ها، ایجاد کند. به عنوان یک مثال ساده، باتوجه به محاسبه بر حسب ERI ، تفاوت مشخصی بین شبکه‌ای از مربع‌ها با فاصله‌ی یکسان و چیدمان جابجا شده از شبکه به صورتی که در شکل 2 نشان داده شده، وجو ندارد. در ضمن، تراکم پیوست سلولی روی هر دوی این سطوح با چیدمان متفاوت، ثابت می‌کند که تفاوت عمده‌ای در میزان پیوست وجود دارد. پس، اگرچه فرمول ERI می‌تواند در جنبه‌های بسیاری، پیشبینی کننده باشد، ولی برای پیشبینی همه‌ی سناریوها از پیوست سلولی، کافی نیست. به منظور توانایی در بهینه‌سازی طراحی این سطوح، مشخصات جدیدی بایستی بررسی شود که شاخصه‌های بیشتری از سطح و تعاملات بین سطح-ارگانیزم را در بر می‌گیرد.

شکل 2. شبکه‌ای با دو چیدمان، (A) ترتیب عادی شبکه و (B) چیدمان شبکه با اندکی انحراف، که تا حد زیادی توسط شاخص زبری عادی (ERI) ، معرفی شده توسط گراهام و همکارانش [73]، غیر قابل تشخیص بود. باز نشر با کسب اجازه از انجمن سلطنتی شیمی.

یک روش پیشبینی‌کننده دیگر که اصطلاحاً "نانو نیروی متغیر نسبی" را محاسبه می‌کند، یک تأثیر مستقیم از توپوگرافی سطح و مکانیک زیرلایه به حساب می‌آید [63]. نیروی مکانیکی وارده و حس شده توسط یک میکروارگانیزم پیوستی را بررسی می‌کند. یک پدیده اساسی که به نام mechanotransduction (تبدیل محرکهای مکانیکی به فعالیت شیمیایی) شناخته می‌شود، مفهومی است که به طور گسترده در ابزارهای مهندسی بافت و سلول، مورد بررسی قرار گرفته است. نویسندگان تصریح می‌کنند که بیشتر استراتژی‌ها بطور فعال، ملاحظات این اصل را در طراحی کلی و مدل سازی سطوح ضد رسوب به کار نمی برند [63]. در مطالعه آنها، نویسندگان توپوگرافی‌های سطح را طوری توسعه دادند که هریک از ارگانیزم‌ها بتواند منفرداً با ساختارهای سطحی دارای گشتاور خمشی متفاوت، تعامل کنند. تغییر اندازه و/یا مقطع ساختارهای سطحی مجاور، یک تفاوت در نیروی مورد نیاز برای خمش یا جابجایی ساختارهای مجاور در حین پیوستن و ساکن شدن میکروارگانیزم را نتیجه داد. نویسندگان نیروی جانبی مورد نیاز، که موجب ایجاد انحراف 10% در ساختارهای منفرد می‌شود را با معادله (2) تخمین زدند؛ که در آن F نیروی اعمالی، E مدول الاستیک، I گشتاور دوم سطح مستطیلی، L ارتفاع ساختار و y فاصله نهایی انحراف است:

(2)                       F=(3EI/L^3 )y

با استفاده از این معادله و مدل مرتبط با آن، نویسندگان الگوهای توپوگرافی را طرحی کردند که در آن ساختارهای همسایه، نیروی متغییر نسبی (نیروی خمشی متفاوت بین ساختارها) > 100 nN داشتند. انواع سطوح دارای نانونیروی متغییر نسبی بررسی شدند. مطالعه تجربی همچنین شامل سطح صاف (کنترل مثبت) و نیز طرح Sharklet (کنترل منفی) بود. یافته‌های آنان یک رابطه معکوس بین پیوست (میکروارگانیزم) و "نانونیروی متغیر نسبی" محاسبه شده نشان داد، طوری که سطوحی با نانونیروی نسبی بیشتر، پیوست سلولی کمتری را به نمایش گذاشتند. همچنین، سطح صاف بیشترین میزان پیوست سلولی را داشت، درحالی که الگوی Sharklet کمترین میزان پیوست سلولی را دربین همه الگوهای تست شده، داشت. در تلاش برای توضیح چرایی عملکرد بهتر طرح Sharklet نسبت به سایر توپوگرافی‌های مشخص سطحی، نویسندگان تصریح کردند که این امر می‌تواند در نتیجه‌ی پیچیدگی توپوگرافی مهندسی شده‌ی چهار عنصری آن باشد، که پیچ و تاب خوردگی (tortuosity) (توانایی سلول‌ها برای دنبال کردن خمیدگی و تورفتگی‌های مرتبط با ساختارهای سطح) بیشتری را فراهم می‌کند.

4.2 حالت‌های پیوست سطحی باکتری / توپوگرافی‌های جایگزین
بیشتر مطالعات توصیف شده در این مقاله مروری، از فرمی از میکروساختارها و یا الگودهی مستقیمِ توپوگرافی سطح، استفاده می‌کردند. از بیشتر این روش‌ها ساختارهای سطحی بسیار منظم شامل پروفیل‌هایی با مقاطع مربع یا مستطیل بدست آمد. کارگر و همکارانش، روش جایگزینی را جهت ضد رسوب ساختن سطح با ساخت توپوگرافی‌هایی با قله‌های منحنی شکل به جای قله‌های مسطح معمول پروفیل‌های با ساختار مستطیلی، معرفی کردند [52]. برای ساخت این توپوگرافی‌های منحنی شکل سطحی، پلی استایرن صاف (PS) به عنوان زیرلایه جهت شبکه‌ای از فیبرهای PS با آرایش خطی، به کار رفت. فیبرهای کاملا مرتب شده، با روش غیر الکتروریسی که با نام تکنیک STEP (Spinneret based Tunable Engineered Parameters) شناخته می‌شود، روی زیرلایه، نشانده شد[74]. نویسندگان اشاره کردند که فیبرها به عنوان عامل بافت دار کردن سطح بکار رفتند، اولاً به این علت که صاف نیستند و دوماً اینکه آنها را قادر به بررسی تأثیر سطوح منحنی می‌کرد. از نتایج تجربی، آنها چهار حالت غالب از رفتار پیوست را بین سلول‌ها و زیرلایه مشاهده کردند: (1) AS (سلول در جهت فواصل مرتب شده‌اند)؛ (2) CA (سلول از فاصله عبور کرده بود)؛ (3) CF (سلول از فیبر عبور کرده بود)؛ (4) و AF (سلول در جهت فیبرها مرتب شدند).

در انحرافی دیگر از میکروتوپوگرافی‌های استاندارد، پرنی و همکارانش، خواص ضد رسوبی ساختارهای مخروطی میکرومقیاس را بررسی کردند [75]. با استفاده از سایش لیزری، حفره‌های گوه شکل در زیرلایه‌ی سیلیکونی شکل گرفتند، سپس توسط سیلیکون قابل پخت، پر شدند تا نسخه‌های پلیمری تولید شود. نسخه‌های بدست آمده شامل گوه‌هایی با قطر پایه‌ی 20، 25، 30 و 40 میکرومتر و عمق متناظر 1، 2، 6 و 9 میکرومتر بودند. با استفاده از E. coli و S. epidermidis پیوست باکتری به این سطوح ارزیابی شد. نتایج برای هر دو گونه باکتری نشان داد که سلول‌ها سکونت و چسبیدن به کف سطح را ترجیح می‌دهند تا به روی قله‌ی ساختارهای گوه‌ای. این مشابه مشاهدات گروه ماست که سلول‌ها تمایل به چسبیدن به فاصله مابین ساختارهای بیرون زده از سطح را دارند؛ به شرطی که فاصله بین سطوح مساوی یا بزرگتر از پهنای سلول ‌ها باشد. واضح است که انجام مطالعات بیشتری جهت مقایسه پیوست سلولی به ساختارهای منحنی و ساختارهای تیز گوه مانند، در مقابل سطوح دارای پروفیل‌های مستطیلی، مورد نیاز است.

5.2 میکروتوپوگرافی ‌هایی جهت مهار رسوبات تجهیزات پزشکی
با گذر از زیست رسوبات دریایی، ما هم اکنون توجه خود را معطوف عرصه پزشکی می‌کنیم، جایی که رسوبات سطحی از میکروارگانیزم‌های مورد نظر، به طور قابل توجهی اندازه کوچکتری دارند (معمولا 1تا 2 میکرومتر در برابر اندازه‌های 5 تا 10 میکرومتری محیط‌های دریایی). چانگ و همکارانش با اقتباس از طرح موفق توپوگرافی شارکلت (Sharklet) تلاش کردند تا تأثیر آن را در زمینه زیست رسوبات باکتریایی موجود در سطح قطعات پزشکی کاشته شده در بدن، برسی کنند [76]. این گروه ابتداً علاقمند به جلوگیری از پیوستن استافیلوکوکوس اورئوس، یک ارگانیزم فرصت طلب مرتبط با عفونت‌های بیمارستانی، بودند. استافیلوکوکوس اورئوس مقاوم به متی سیلین (MRSA)، به دلیل توانایی آن در شکل دادن به بیوفیلم‌ها و مقاومت طبیعی آن نسبت به آنتی‌بیوتیک‌ها، عامل عفونت‌های صعب العلاج در انسان است [77]. نویسندگان علاقمند بودند که بفهمند، که آیا توپوگرافی شارکلت که گام‌های شگرفی در زمینه زیست رسوبات دریایی برداشته است، آیا به همان اندازه در برابر زیست رسوبات باکتریایی مؤثر است. آنها رشد بیوفیلم S. aureus را روی سطوح صاف (گروه شاهد) و سطوحی که با توپوگرافی الگوی شارکلت شناخته می‌شود (دارای همان ابعاد ساختاری که قبلاً توصیف شد)، آنالیز کردند. آزمایشات، اختلال قابل توجهی در بیوفیلم باکتریایی در حضور توپوگرافی را در برابر سطح صاف بدون الگو نشان دادند. با این حال، سلول‌ها (و بیوفیلم)، در شکاف بین ساختارهای الگوی شارکلت، دیده شدند. این امر توانایی S. aureus در پیوستن به الگوی شارکلت را نشان می‌دهد و فواید توپوگرافی را در طولانی مدت را محدود به زمانی می‌کند که باکتری/بیوفیلم پیوستی سرانجام بتواند گسترش یافته و کل سطح را بپوشاند.

ردی و همکارانش نیز به بررسی زیست رسوب باکتریایی با استفاده از طرح اصلی شارکلت پرداختند [78]. اما، در مطالعه آنها، یک میکروارگانیزم متفاوتی بررسی شد. نویسندگان عفونت‌های دستگاه ادراری مرتبط با کاتتر (CAUTI) ایجاد شده توسط Escherichia coli را بررسی کردند. این یکی از شایع‌ترین عفونت‌های مرتبط با تجهیزات است که می‌تواند منجر به عوارض جدی پزشکی شود [79]. آنها علاقه‌مند به بررسی تأثیرات میکروساختارهای سطحی با طراحی شارکلت بر روی جابجایی و تشکیل کلنی باکتریایی بودند. این گروه، سنجش چسبندگی سلولی را بر روی سه نوع مختلف از طراحی شارکلت، به انجام رساندند: (1) توپوگرافی برجسته (ساختارهای با پهنای 2 میکرومتر و فواصل 2 میکرومتری بینشان) ؛ (2) توپوگرافی تورفته (ساختارهای با پهنای 2 میکرومتر و فواصل 2 میکرومتری بینشان) و (3) توپوگرافی برجسته (ساختارهای با پهنای 10 میکرومتر و فواصل 2 میکرومتری بینشان). یک سطح صاف (برای مثال بدون توپوگرافی) نیز به عنوان شاهد، شامل سنجش بود. آزمایشات چسبندگی سلولی، نشان دادند که هر سه نوع طراحی شارکلت با میانگین کاهش 47% در واحدهای تشکیل‌دهنده کلنی (CFUs) و مساحت پوشیده از باکتری، بر سطح صاف فائق آمدند.

با توجه با اینکه طراحی شارکلت دارای تأثیرات اثبات شده‌ای برای کاربردهای دریایی است، جای تعجب نیست که محققان به بررسی اثرات آن در کاربردهای زیست پزشکی بپردازند. یک سؤال مهم آن است که طراحی شارکلت مقیاس‌پذیر است یا نه؛ و زمانی که به مقیاسی با اندازه ساختاری 0.5 تا 2 میکرومتر می‌رسد، قادر به حفظ اثرات ضد رسوبی برای ارگانیزم‌های کوچکتر است. تا زمان انتشار این مقاله مروری، هیچ نوشته‌ی منتشر شده‌ای به توصیف ساخت یا تست طرح شارکلتِ مقیاس شده برای اهداف ضد رسوبی نپرداخته است. با این حال، مشابه روش تقلید زیستی شوماخر و همکارانش، اپستین و همکارانش به بررسی یک طراحی سطح پویا با الهام از طبیعت پرداختند که بر مبنای استراتژی محروم سازی مکانیکی ارگانیزم‌های دریایی کم تحرک که غالباً به نام خارپوستان شناخته می‌شوند، شکل گرفته بود [80]. سطوح ضد رسوبی خارپوستان (مانند: توتیای دریایی و ستاره دریایی) به فرم ساده‌ای از سطح پلاستیکی کشیده شده در یک جهت، تغییر و تطابق پیدا کرده بود. این ارگانیزم‌ها دارای پوستی متراکم و پوشیده از میکروساختارهای خاردار متحرک که به نام pedicellaria شناخته می‌شوند، بودند. این ساختارهای با تحرک دائمی روی پوست، مانع از ساکن شدن و چسبیدن انواع میکروارگانیزم‌ها می‌شود.

مطابق با این پدیده الهام گرفته از طبیعت، اپستین و همکارانش، سطوحی با توپوگرافی مشخص ساختند که شبیه چین و چروک‌های کنترل شده با فرورفتگی‌هایی بودند که عمداً تنظیم شده بودند تا هریک از : (1) پهنای 1 میکرومتری > ؛ پهنای ~1 میکرومتری ؛ یا (3) پهنای ~2 میکرومتری داشته باشند. برای داینامیک ساختن این بستر چین و چروک‌دار، یک پیش کشش 20% در طول مرحله اکسیداسیون اعمال شد. بعد از استراحت، سطح بستر، کمانش منظم و کنترل شده‌ای را به نمایش گذاشت. سنجش‌های آزمایشگاهی، با استفاده از P. aeruginosa،S. aureus و E. coliروی یک سطح صاف (به عنوان شاهد) و روی سطوح چروک‌دار، انجام گرفت. نتایج، مهار بیوفیلم را سطوح چین و چروک‌دار با توپوگرافی مشخص، به نمایش گذاشته و یک پارادایم جدید برای ساخت سطوح ضد رسوب ایجاد کرد.

6.2 توپوگرافی ضد رسوب تحت شرایط جریان مایع
مطالعات متعددی به بررسی چسبیدن سلول به سطوح تحت شرایط مایع ساکن، پرداخته‌اند. ما در گروه خودمان به بررسی تأثیرات مایع جاری روی چسبیدن سطحی باکتری، توسط تجهیزات میکروفلوئیدی، پرداخته‌ایم. هدف از این مطالعه، درک بهتر نحوه تأثیر ساختارهایی با توپوگرافی‌هایی میکرومقیاس بر پیوست سلولی تحت هردو شرایط ساکن و متحرک است. با استفاده از آرایه‌ای از توپوگرافی‌های متفاوت سطحی (شامل الگوهای خط/فاصله و حفره‌های میکرومقیاس)، ما چسبیدن سلول باکتری را تحت شرایط ایستا (استقرار سلول‌ به علت اثرات گرانشی) و جریان آرام، با استفاده از یک دستگاه میکروفلوئیدی ساخته شده به صورت سفارشی، مورد مطالعه قرار دادیم (شکل 3) [73].

شکل 3. دستگاه میکروفلوئیدی استفاده شده برای مطالعات چسبیدن سطحی باکتری، تحت شرایط جریان مایع (از طرف گراهام و همکارانش [73] باز نشر با کسب اجازه از انجمن سلطنتی شیمی).

در مطالعات ما در مورد مایع جاری، ما دستگاه میکروفلوئیدی‌مان را در دو جهت متمایز قرار دادیم، (1) به طوری که سلول‌های باکتری از روی ساختارهای توپوگرافی جاری شدند؛ و (2) به طوری که سلول‌های باکتری از پایین ساختارهای توپوگرافی ما جاری شدند. ما همچنین مطالعاتی را در شرایط ایستا (بدون جریان مایع) به انجام رساندیم. با وجود تفاوت در میزان کلی پیوست سلولی، نتایج برای هر سه‌ی شرایط (توپوگرافی در بالا، توپوگرافی در پایین و ایستا) روند مشابهی را نشان دادند که در آن پیوست سلولی روی سطوح با توپوگرافی مشخص در مقایسه با یک سطح صاف (شاهد)، کاهش قابل توجهی داشت. علاوه بر این، در ساختار توپوگرافی مشخص ما، فواصل بین ساختارها، تراکم پیوست سلولی را دیکته می‌کنند (پیوست سلولی کمتر به مجموعه ساختارهای با فواصل باریک‌تر).

ما این مطالعه را به بررسی پیوست سلولی و متعاقباً شکلگیری بیوفیلم، تحت شرایط روان/قطع مایع، گسترش دادیم [53]. برای این کار ما یک مجموعه بدیع از توپوگرافی‌های سطحی مهندسی شده را مورد مطالعه قرار دادیم، که شامل ساختارهایی با سایز/فاصله در محدوده‌ی از 250 نانومتر تا 2 میکرومتر بود. این مجموعه از ساختارهای توپوگرافی در شکل 4 در زیر نشان داده شده است. هر توپوگرافی به طور منحصر به فرد در دو جهت "برآمده" و "تورفته" ساخته شد. بنابراین، ساختارهای ستون مانند با اندازه 2 میکرومتری و فاصله 2 میکرومتری در جوار حفره‌هایی با همان ابعاد و فاصله قرار گرفته‌اند.

شکل 4. توپوگرافی‌های میکرونی و زیر میکرونی برای مطالعات ضد رسوبی (متعلق به لینگ و همکارانش [53] با کسب اجازه از شرکت انتشارات علمی جهانی © 2012)

با استفاده از دستگاه‌های میکروفلوئیدی، شبیه آنچه در شکل 3 نشان داده شد، سلول‌های سودوموناس آئروژینوزا در معرض نسخه‌های سیلیکونی از توپوگرافی‌های سطحی مشخص (نشان داده شده در شکل 4) قرار گرفتند. پس از مرحله چسبیدن اولیه، جهت مشاهده نواحی چسبیده اولیه سلول ها، از سطح تصویربرداری شد (میکروسکوپ فلورسانس)، و به دنبال آن به مدت 24 ساعت در معرض محیط رشد استریل تحت شرایط جریان آرام، قرار گرفتند. این مرحله‌ی "تورم" به سلول‌های چسبیده به سطح، اجازه تشکیل بیوفیلم را داد که در انتهای آزمایش عکسبرداری شد. همانگونه که در شکل 5 نشان داده شده است، ما متوجه شدیم که پیوست‌های اولیه‌ی سطحی وابستگی زیادی به توپوگرافی محلی دارد.

شکل 5. پیوست اولیه و متعاقباً تشکیل بیوفیلم توسط سودوموناس آئروژینوزا روی توپوگرافی‌های سطحی مهندسی شده‌ی میکرونی و زیر میکرونی (داده‌های اصلی از گراهام و کدی، شکل از مطالعه اصلی ما در گروه لینگ و همکاران، اقتباص شده [53]) با کسب اجازه از شرکت انتشارات علمی جهانی © 2012. ترتیب چیدمان در هر پنل، مشابه شکل 4 است. نوار مقیاس برابر با 100 میکرون است.

شکلگیری متعاقب بیوفیلم، در محل پیوست‌های اولیه رخ داد. در نتیجه، ما نشان دادیم که مدولاسیون توپوگرافی در مقیاس میکرو و زیر میکرون، قادر به تحت تأثیر قرار دادن چسبیدن اولیه و رشد بیوفیلم حاصله، است. مشاهده دیگر این بود که، تراکم چسبیدن سلول در الگوهای "تورفته" نسبت به الگوهای "برآمده"، بیشتر بود. به عنوان مثال، ما پیوست بالاتری را به ستون‌های 0.75 میکرومتری مشاهده کردیم تا به حفره‌های 0.75 میکرومتری. این امر ممکن است به دلیل این واقعیت باشد که سلول‌های 0.5 تا 1 میکرومتری آئروژینوزا تمایل دارند که خودشان را در بین ساختارهای برآمده جاسازی کنند، همانطور که در شکل 6 نشان داده شده است که آئروژینوزا در فواصل 0.75 میکرومتری در توپوگرافی خط/فاصله، چسبیده و جهت‌گیری کرده است. ساختارهای فرورفته (حفره‌ها) به دلیل اندازه کوچکشان، احتمالاً برای سلول، کمتر قابل دسترسی هستند. این امر زمینه‌ساز مطالعه بعدی ما در لابراتوار‌مان شد، که ما سعی در برقراری ارتباط بین اندازه، شکل و فاصله‌ی توپوگراف‌های مهندسی شده با تراکم پیوست باکتری داشتیم. این همچنین یک زمینه جهت مطالعات بیشتر به طور کلی در رشته‌ی آنتی‌فولینگ (ضد رسوب) است. مثلاً، چرا سلول‌ها به ساخترهای توپوگرافی خاصی میچسبند و به بقیه نه؟ این موضوع در بخش بعدی مورد بررسی قرار گرفته است.

شکل 6. پیوست آئروژینوزا به فاصله‌های 0.75 میکرومتری در الگوی سیلیکونی از خطوط 0.75 میکرومتری/فواصل 0.75 میکرومتری.

3. سوق دادن توپوگرافی ضد رسوبی به مقیاس نانو

توپوگرافی‌های سطحی میکرو و نانو مقیاس جهت کاهش رسوبات زیستی و متعاقباً شکلگیری بیوفیلم، بررسی شده‌اند. برای این منظور، خو و همکارانش فرض کردند که بافت‌های سطحی با ابعادی کوچکتر از اندازه‌ی یک سلول باکتری، می‌تواند سطح قابل دسترس برای باکتری را کاهش داده و در نتیجه‌ احتمال تعامل با سطح ماده و چسبیدن به آن کاهش می‌یابد [81]. در نتیجه، جریان مایع روی سطح ماده، نسبت به سطح صاف، قادر به پاکسازی بسیار مؤثرتر باکتری از بافت سطح بوده و متعاقب آن، کاهش پیوست سطحی و تشکیل بیوفیلم است. بر این اساس، آنها به بررسی چسبندگی سطحی باکتری و تشکیل بیوفیلم روی سطوح بافت‌دار با آرایه‌ای از ستون‌هایی با قطر زیر میکرونی (در محدوده‌از 400 تا 500 نانومتر) پرداختند. همانطور که در بالا اظهار شد، هدف از استفاده ساختارهای با ابعاد کوچکتر از اندازه ارگانیزم (کمتر از 1 میکرومتر) ، به حداقل رساندن سطح تماس بین سلول باکتری و سطح بستر است. آزمایشات آنها تحت تأثیر شرایط برشی سیال انجام گرفت. یافته‌های آنان نشان داد که چسبندگی سلول باکتری و تشکیل بیوفیلم بر اساس آن، به طور قابل توجهی روی سطوح بافت‌دار نسبت به سطح صاف، کاهش پیدا کرد. آنها همچنین دریافتند که این امر تحت شرایط آرام برشی سیال نیز درست است.

در حالی که تحقیقات زیادی برای درک چسبیدن سلول باکتری روی سطوح با ساختار مهندسی میکرومقیاس و ساختارهایی با ابعاد زیر میکرونی (>100 نانومتر) در جریان است، همچنین یک علاقه‌مندی به بررسی چسبیدن و تشکیل بیوفیلم بر روی ساختارهای با اندازه نانو مقیاس (<100 نانومتر) وجود دارد. مکانیزم‌های پشتیبانی کننده چسبیدن به توپوگرافی‌های نانومقیاس برای سلول‌های پستانداران، یک زمینه بخوبی مطالعه شده است که به یافته‌های رضایت‌بخش قابل توجهی منتهی شده و سهم عمده‌ای در اغنای دانش در مورد رفتار سلول یوکاریوتی، داشته است [82،83،84،85]. با این حال، هچو و همکارانش [48] چسبیدن سلول‌های باکتری در مقیاس نانو را پدیده‌ی کمتر شناخته شده‌ای توصیف کرده‌اند، به گواه مطالعات انتشار یافته کمی که تأثیرات توپوگرافی نانو ساختار را در رفتار پیوستن باکتری و تشکیل بیوفیلم، بررسی کرده‌اند [23،49،54،86،87]. در حقیقت، بعضی مطالعات روی چسبیدن باکتری به توپوگرافی نانومقیاس، منجر به میزان بالاتری از چسبیدن به سطوح نانو مقیاس شده تا به جای توپوگرافی میکرو مقیاس یا مسطح [88،89،90،91]. گروه‌های دیگر نیز اثرات ضد رسوبی را روی سطوح نانومقیاس مشاهده کردند [23،92]. البته سلول‌های باکتری به روشنی نسبت به چسبیدن به توپوگرافی نانومقیاس، پاسخ متفاوتی به نمایش گذاشتند. لازم به ذکر است، بسیاری از مطالعات مزبور روی سطوح دارای زبری نانو، بافت نانو و نانو حفره، تمرکز داشتند. مطالعات نسبتاً کمی، به توپوگرافی مهندسی نانو مقیاس (شامل ساختارهای کاملاً مشخص) پراخته‌اند [7،9].

آنسلم و همکارانش، شناخت‌هایی از نحوه تعامل سلول باکتری در مقیاس نانو، فراهم کرده‌اند [7]. بخش عمده‌ای از کار آنها بر این فرض استوار بود که زوائد کوچک (نانو مقیاس) باکتری (پیلی، تاژک، فیمبریه و ...) قادر است تا مستقیماً با ساختارهای توپوگرافی نانومقیاس تعامل داشته باشند. آنها در ادامه اظهار داشتند که باکتری‌ها به دلیل دیواره سلولی برپایه‌ی پپتیدوگلیکان خود، به طور معمول دارای ریخت شناسی نسبتاً صلبی هستند. بنابراین، در حضور ساختارهای توپوگرافی، به راحتی تغییر شکل نمی‌دهند (همانطور که سلول پستانداران نیز معمولاً به این شکل هستند) [7]. در عوض، زوائد باکتری‌ها هم کوچک و هم انعطاف‌پذیر بوده و آنها را قادر به کاوش ساختارهای نانومقیاس می‌کند [54،86،87]. در نتیجه، این زوائد خارج سلولی می‌توانند نقش حیاتی در چسبیدن به ساختارهای سطحی ایفا کنند که بسیار کوچکتر از ابعاد خود باکتری هستند. به عنوان مثال، فیمبریه موجود روی باکتری‌های خاص می‌تواند طولی در محدوده‌ای از چند صد نانومتر تا چند میکرومتر و قطری کمتر از 10 نانومتر داشته باشد [7]. تاژک باکتری‌ها به طور قابل توجهی ضخیم‌تر از فیمبریه (تا ده‌ها نانومتر قطورتر) هستند ولی همچنان آنها نیز می‌توانند نقش مهمی در چسبیدن باکتری در رده ابعادی زیر میکرون و نانو مقیاس، ایفا کنند [7].

هچو و همکارانش، در یک روش مشابه به بررسی پیوستن باکتری به سطوح نانو مقیاس آلومینا پرداختند [48]. مطالعه آنان نشان داد که اندازه، نوع و تعداد زوائد باکتری‌ها نقش کلیدی در چسبیدن به سطوح بازی کرده و همچنین تفاوت‌های کلیدی در چسبیدن توسط گونه‌های مختلف باکتری وجود دارد (بسته به ریخت‌شناسی و نوع زائده‌ها) [48]. در مقایسه با سطح صاف (شاهد)، آنها درجه‌ی بیشتری از چسبندگی به توپوگرافی نانومقیاس را توسط گونه باکتری‌های گرم منفی (Gram-negative)، یافتند. همچنین بطور غیر منتظره‌ای یک تمایل دقیقاً برعکس توسط گونه‌ی گرم مثبت (Gram-positive) مشاهده کردند. بعلاوه، به نظر می‌رسد، اندازه سلول در پیوستن به سطح نقش داشته باشد. در مقایسه با سطح صاف (شاهد)، سلول پیوستی به سطح نانومقیاس، دارای اندازه بسیار بزرگتری بود. این پژوهش به گسترش شناخت ما از چگونگی تعامل اکتری با ساختارهای نانومقیاس، کمک کرد و تکمیل کننده‌ی کار آنسلم و همکارانش است [7].

اپستین و همکارانش نیز روی توپوگرافی نانومقیاس تمرکز کردند تا از طریق بهره‌برداری از هم مکانیک نانوساختار و هم شکل هندسی، رشد بیوفیلم روی سطوح را کنترل کنند. این کار از طریق استفاده از یک آرایه‌ای‌ متراکم در طول و عرض (HAR) از ستون‌های نانوساختار، انجام شد [9]. آرایه‌ی ساخته شده با دو طیف افزایشی عمود برهم آنها، شامل طیفی از گام در محدوده‌ای از 0.8 تا 4.0 میکرومتر و یک طیف عمودی از قطر نانومیله از 300 نانومتر تا 1 میکرومتر بود. آنها مطالعه‌شان را توسط باکتری سودوموناس آئروژینوزا انجام دادند [90]. این ساختارهای (HAR) نانو و میکرومقیاس، نشان دادند که الگودهی خودبخودی فضایی باکتری سودوموناس آئروژینوزا را مادامی که روی سطح هستند را بصورت دراز مدت تحت تأثیر قرار می‌دهد. بعلاوه، این گروه نشان دادند که میزان سفتی بستر در چسبیدن و تشکیل بیوفیلم، نقش دارد [9]. آنها نشان دادند که وقتی سفتی نانوساختارهای ستونی، از یک مقدار آستانه کاهش می‌یابد، (مثلا وقتی سطح نرم‌تر می‌شود) شکلگیری بیوفیلم به شدت کاهش می یابد. نویسندگان اظهار داشتند که این نتایج منطبق بر چسبندگی گزینشی بر اساس مشخصات مکانیکی (mechanoselective adhesion) باکتری به سطح است. بطور کلی تحقیقات آنان نشان داد که اثرات ترکیبی از الگوی سطحی نانومقیاس و مدولاسیون میزان سفتی نانو آرایه، می‌تواند برای مهار رشد بیوفیلم باکتریایی به کار رود.

چسبیدن باکتری به سطح با توپوگرافی مهندسی شده، به روشنی یک زمینه‌ی رو به رشد بین جامعه ضد رسوب (antifouling) است. هرچند مقالات نسبتاً اندکی به بررسی توپوگرافی مهندسی شده با رژیم نانومقیاس پرداخته‌اند. توضیح احتمالی برای این کمبود، می‌تواند ریشه در محدودیت دسترسی به ابزارها و تکنیک‌های لیتوگرافی مورد نیاز برای ساخت ساختارهای نانومقیاس با کیفیت بالا باشد. چیزی که مسلم است آن است که تکنیک‌های ساخت مشابهی که توسط دیگر گروه‌های تحقیقاتی جهت ساخت توپوگرافی‌های نانوساختار برای مطالعه سلول پستانداران، استفاده می‌شود، می‌تواند به راحتی جهت استفاده از سلول باکتری، سازگار شود. هرچند، بیشتر سطوح نانوساختار به منظور همانندسازی ساختار سه بعدی داربست مانند ماتریس خارج سلولی (ECM)، در تلاش برای پیشبرد تفکیک و تکثیر سلول پستانداران ساخت شده‌اند [93،94،95،96،97]. و این کاملاً متفاوت با نیت پژوهش‌های ضد رسوبی است که بر روی محدود و مهار ساختن چسبیدن باکتری به سطوح، متمرکز است. بنابراین، برای درک بهتر از وجود احتمالی، اندازه‌ای آستانه‌‌ برای باکتری جهت تبعیض بین سطوح نسبتاً صاف و آنهایی که ساختارهای توپوگرافی نانومقیاس دارند، مطالعات بیشتری لازم خواهد بود. علاوه براین، پژوهش‌های بیشتری جهت روشن ساختن نقش زوائد باکتریایی روی چسبیدن و باقی ماندن روی سطوح، و نیز متعاقباً تشکیل بیوفیلم، لازم است. نتیجه‌ی احتمالی چنین کاری، شناسایی تفاوت‌ها در تعامل با سطح، خصوصاً به علت تغییرات فنوتیپی بین ارگانیزم‌ها، از گونه تا گونه و از نژاد تا نژاد است.

4. نتیجه‌گیری و چشم انداز آینده

جلوگیری از چسبیدن باکتری به سطوح، برای صنایع مختلف، همچنین جهت حفظ سلامت انسان، امری حیاتی است. این مقاله مروری تلاش کرد تا خلاصه‌ای از روش‌های متنوع به کارگرفته شده جهت محدود ساختن رسوب سطحی باکتریایی به وسیله‌ی مهندسی توپوگرافی سطح در مقیاس نانو و میکرو را ارائه دهد. در حالیکه توپوگرافی‌های مهندسی شده، آشکارا قادر به محدود ساختن پیوستن سلول باکتری (و همچنین سایر میکروارگانیزم‌ها) هستند، یک مدل فراگیر برای توپوگرافی‌های ضد رسوبی مؤثر ، هنوز نیازمند توسعه است. روش‌هایی نظیر شاخص زبری مهندسی (ERI) و شرح نانو نیروی متغیر نسبی، اولین گام‌ها در جهت ایجاد یک ارتباط بین توپوگرافی‌های با ساختار مهندسی و پیوستن سلول است. با این حال این مدل‌ها، شرح کاملی از طیف گسترده‌ی خواص ضد رسوبی را ارائه نمی‌کند،چراکه به طور خاص این واقعیت وجود دارد که رسوب‌زایی بسیار وابسته به گروهی از عوامل دیگر شامل نوع میکرو ارگانیزم مورد نظر است. واضح است که اندازه و فاصله بین ساختارهای توپوگرافی، تأثیر مستقیمی روی رسوب‌زایی داشته و ساختارهای سطحی و فواصل کوچکتر از اندازه‌ی ارگانیزم رسوبی، مؤثرترین آنها است. به دلیل وجود میکروارگانیزم‌ها در شکل، اندازه، نسبت طول به عرض و داشتن گروهی از زوائد سطحی متفاوت، احتمالاً ما هرگز قادر به دستیابی به یک مدل فراگیر جهت ارزیابی توپوگرافی‌های ضد رسوبی نباشیم. با توجه به این، هدف این جامعه‌ی تحقیقاتی می‌تواند برقراری ارتباط بین خواص ضد رسوبی توپوگرافی‌های مهندسی شده و اندازه و شکل سلول باشد. این امر می‌تواند یک پارامتر اولیه در طراحی فراهم آورد که مطالعات جزئی‌تر در هر دسته بندی از اندازه/شکل را میسر می‌سازد. چنین مدلی می‌تواند یک رویکرد سیستماتیک جهت توسعه‌ی توپوگرافی‌های ضد رسوبی جدید، فراهم کند.

تشکر و قدردانی
نویسندگان از کالج علوم و مهندسی نانومقیاس SUNY جهت پشتیبانی مالی از نویسنده مری وی.گراهام قدردانی و تشکر می‌کنند.

تعارض منافع
نویسندگان عدم وجود تضاد در منافع را اعلام می‌کنند.

منابع

  1. 1. Davey, M.E.; O'Toole, G.A. Microbial biofilms: From ecology to molecular genetics. Microbiol. Mol. Bio Rev. 2000, 64, 847–867. [Google Scholar] [CrossRef]
    2. Hall-Stoodley, L.; Costerton, J.W.; Stoodley, P. Bacterial biofilms: From the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004, 2, 95–108. [Google Scholar] [CrossRef]
    3. Flemming, H.C.; Wingender, J. The biofilm matrix. Nat. Rev. Microbiol. 2010, 8, 623–633. [Google Scholar]
    4. Hetrick, E.M.; Shin, J.H.; Paul, H.S.; Schoenfisch, M.H. Anti-biofilm efficacy of nitric oxide-releasing silica nanoparticles. Biomaterials 2009, 30, 2782–2789. [Google Scholar] [CrossRef]
    5. Epstein, A.K.; Pokroy, B.; Seminara, A.; Aizenberg, J. Bacterial biofilm shows persistent resistance to liquid wetting and gas penetration. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 995–1000. [Google Scholar] [CrossRef]
    6. Lindsay, D.; von Holy, A. Bacterial biofilms within the clinical setting: What healthcare professionals should know. J. Hosp. Infect. 2006, 64, 313–325. [Google Scholar] [CrossRef]
    7. Anselme, K.; Davidson, P.; Popa, A.M.; Giazzon, M.; Liley, M.; Ploux, L. The interaction of cells and bacteria with surfaces structured at the nanometre scale. Acta Biomater. 2010, 6, 3824–3846. [Google Scholar] [CrossRef]
    8. Chiappetta, D.A.; Degrossi, J.; Teves, S.; D'Aquino, M.; Bregni, C.; Sosnik, A. Triclosan-loaded poloxamine micelles for enhanced topical antibacterial activity against biofilm. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2008, 69, 535–545. [Google Scholar] [CrossRef]
    9. Epstein, A.K.; Hochbaum, A.I.; Kim, P.; Aizenberg, J. Control of bacterial biofilm growth on surfaces by nanostructural mechanics and geometry. Nanotechnology 2011, 22. [Google Scholar] [CrossRef]
    10. Jin, F.; Conrad, J.C.; Gibiansky, M.L.; Wong, G.C. Bacteria use type-IV pili to slingshot on surfaces. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 12617–12622. [Google Scholar] [CrossRef]
    11. Kouidhi, B.; Zmantar, T.; Hentati, H.; Bakhrouf, A. Cell surface hydrophobicity, biofilm formation, adhesives properties and molecular detection of adhesins genes in staphylococcus aureus associated to dental caries. Microb. Pathog. 2010, 49, 14–22. [Google Scholar] [CrossRef]
    12. Matsumura, T.; Iida, F.; Hirose, T.; Yoshino, M. Micro machining for control of wettability with surface topography. J. Mater. Process. Technol. 2012, 212, 2669–2677. [Google Scholar] [CrossRef]
    13. Newell, P.D.; Monds, R.D.; O'Toole, G.A. Lapd is a bis-(3',5')-cyclic dimeric gmp-binding protein that regulates surface attachment by pseudomonas fluorescens pf0–1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2009, 106, 3461–3466. [Google Scholar] [CrossRef]
    14. Schumacher, J.F.; Aldred, N.; Callow, M.E.; Finlay, J.A.; Callow, J.A.; Clare, A.S.; Brennan, A.B. Species-specific engineered antifouling topographies: Correlations between the settlement of algal zoospores and barnacle cyprids. Biofouling 2007, 23, 307–317. [Google Scholar] [CrossRef]
    15. Singh, A.V.; Vyas, V.; Patil, R.; Sharma, V.; Scopelliti, P.E.; Bongiorno, G.; Podesta, A.; Lenardi, C.; Gade, W.N.; Milani, P. Quantitative characterization of the influence of the nanoscale morphology of nanostructured surfaces on bacterial adhesion and biofilm formation. PLoS One 2011, 6, e25029. [Google Scholar] [CrossRef]
    16. Somorjai, G.A.; Li, Y. Impact of surface chemistry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 917–924. [Google Scholar] [CrossRef]
    17. Whitehead, K.A.; Colligon, J.S.; Verran, J. The production of surfaces of defined topography and chemistry for microbial retention studies, using ion beam sputtering technology. Int. Biodeterior. Biodegrad. 2004, 54, 143–151. [Google Scholar] [CrossRef]
    18. Khoo, X.; Grinstaff, M.W. Novel infection-resistant surface coatings: A bioengineering approach. MRS Bull. 2011, 36, 357–366. [Google Scholar] [CrossRef]
    19. Mauclaire, L.; Brombacher, E.; Bunger, J.D.; Zinn, M. Factors controlling bacterial attachment and biofilm formation on medium-chain-length polyhydroxyalkanoates (mcl-phas). Colloids Surf. B Biointerfaces 2010, 76, 104–111. [Google Scholar] [CrossRef]
    20. Harris, L.G.; Richards, R.G. Staphylococci and implant surfaces: A review. Injury 2006, 37, S3–S14. [Google Scholar] [CrossRef]
    21. Wu, P.; Grainger, D.W. Drug/device combinations for local drug therapies and infection prophylaxis. Biomaterials 2006, 27, 2450–2467. [Google Scholar] [CrossRef]
    22. Hoiby, N.; Johansen, H.K.; Moser, C.; Song, Z.; Ciofu, O.; Kharazmi, A. Pseudomonas aeruginosa and the in vitro and in vivo biofilm mode of growth. Microbes Infect. 2001, 3, 23–35. [Google Scholar] [CrossRef]
    23. Puckett, S.D.; Taylor, E.; Raimondo, T.; Webster, T.J. The relationship between the nanostructure of titanium surfaces and bacterial attachment. Biomaterials 2010, 31, 706–713. [Google Scholar] [CrossRef]
    24. Cai, W.; Wu, J.; Xi, C.; Meyerhoff, M.E. Diazeniumdiolate-doped poly(lactic-co-glycolic acid)-based nitric oxide releasing films as antibiofilm coatings. Biomaterials 2012, 33, 7933–7944. [Google Scholar] [CrossRef]
    25. Faure, E.; Vreuls, C.; Falentin-Daudre, C.; Zocchi, G.; van de Weerdt, C.; Martial, J.; Jerome, C.; Duwez, A.S.; Detrembleur, C. A green and bio-inspired process to afford durable anti-biofilm properties to stainless steel. Biofouling 2012, 28, 719–728. [Google Scholar] [CrossRef]
    26. Smith, A.W. Biofilms and antibiotic therapy: Is there a role for combating bacterial resistance by the use of novel drug delivery systems? Adv. Drug Deliv. Rev. 2005, 57, 1539–1550. [Google Scholar] [CrossRef]
    27. Carmen, J.C.; Roeder, B.L.; Nelson, J.L.; Ogilvie, R.L.; Robison, R.A.; Schaalje, G.B.; Pitt, W.G. Treatment of biofilm infections on implants with low-frequency ultrasound and antibiotics. Am. J. Infect. Control. 2005, 33, 78–82. [Google Scholar] [CrossRef]
    28. Cirioni, O.; Giacometti, A.; Ghiselli, R.; Kamysz, W.; Orlando, F.; Mocchegiani, F.; Silvestri, C.; Licci, A.; Chiodi, L.; Lukasiak, J.; et al. Citropin 1.1-treated central venous catheters improve the efficacy of hydrophobic antibiotics in the treatment of experimental staphylococcal catheter-related infection. Peptides 2006, 27, 1210–1216. [Google Scholar] [CrossRef]
    29. Hindi, K.M.; Ditto, A.J.; Panzner, M.J.; Medvetz, D.A.; Han, D.S.; Hovis, C.E.; Hilliard, J.K.; Taylor, J.B.; Yun, Y.H.; Cannon, C.L.; et al. The antimicrobial efficacy of sustained release silver-carbene complex-loaded l-tyrosine polyphosphate nanoparticles: Characterization, in vitro and in vivo studies. Biomaterials 2009, 30, 3771–3779. [Google Scholar] [CrossRef]
    30. Valappil, S.P.; Ready, D.; Abou Neel, E.A.; Pickup, D.M.; O'Dell, L.A.; Chrzanowski, W.; Pratten, J.; Newport, R.J.; Smith, M.E.; Wilson, M.; et al. Controlled delivery of antimicrobial gallium ions from phosphate-based glasses. Acta Biomater. 2009, 5, 1198–1210. [Google Scholar] [CrossRef]
    31. Malcolm, R.K.; McCullagh, S.D.; Woolfson, A.D.; Gorman, S.P.; Jones, D.S.; Cuddy, J. Controlled release of a model antibacterial drug from a novel self-lubricating silicone biomaterial. J. Control. Release 2004, 97, 313–320. [Google Scholar] [CrossRef]
    32. Pinto-Alphandary, H.; Andremont, A.; Couvreur, P. Targeted delivery of antibiotics using liposomes and nanoparticles: Research and applications. Int J. Antimicrob Agents 2000, 13, 155–168. [Google Scholar] [CrossRef]
    33. Tamilvanan, S.; Venkateshan, N.; Ludwig, A. The potential of lipid- and polymer-based drug delivery carriers for eradicating biofilm consortia on device-related nosocomial infections. J. Control. Release 2008, 128, 2–22. [Google Scholar] [CrossRef]
    34. Fatima, A.; Shyum-Naqvi, S.B.; Khaliq, S.A.; Perveen, S.; Yousuf, R.I.; Saeed, R. Staphylococcal resistance against five groups of life saving antibiotics in the year 2003–2005. Pak. J. Pharm. Sci. 2013, 26, 1137–1140. [Google Scholar]
    35. Hui, C.; Lin, M.C.; Jao, M.S.; Liu, T.C.; Wu, R.G. Previous antibiotic exposure and evolution of antibiotic resistance in mechanically ventilated patients with nosocomial infections. J. Crit. Care 2013, 28, 728–734. [Google Scholar] [CrossRef]
    36. Rodriguez-Rojas, A.; Rodriguez-Beltran, J.; Couce, A.; Blazquez, J. Antibiotics and antibiotic resistance: A bitter fight against evolution. Int. J. Med. Microbiol. 2013, 303, 293–297. [Google Scholar] [CrossRef]
    37. Biswas, A.; Bayer, I.S.; Biris, A.S.; Wang, T.; Dervishi, E.; Faupel, F. Advances in top-down and bottom-up surface nanofabrication: Techniques, applications & future prospects. Adv. Colloid Interface Sci. 2012, 170, 2–27. [Google Scholar] [CrossRef]
    38. Burgoyne, H.A.; Kim, P.; Kolle, M.; Epstein, A.K.; Aizenberg, J. Screening conditions for rationally engineered electrodeposition of nanostructures (screen): Electrodeposition and applications of polypyrrole nanofibers using microfluidic gradients. Small 2012, 8, 3502–3509. [Google Scholar] [CrossRef]
    39. Epstein, A.K.; Aizenberg, J. Biomimetic nanostructured surfaces with designer mechanics and geometry for broad applications. MRS Online Proc. Lib. 2009, 1236. [Google Scholar] [CrossRef]
    40. Foncy, J.; Cau, J.-C.; Bartual-Murgui, C.; François, J.M.; Trévisiol, E.; Sévérac, C. Comparison of polyurethane and epoxy resist master mold for nanoscale soft lithography. Microelectr. Eng. 2013, 110, 183–187. [Google Scholar] [CrossRef]
    41. Grinthal, A.; Kang, S.H.; Epstein, A.K.; Aizenberg, M.; Khan, M.; Aizenberg, J. Steering nanofibers: An integrative approach to bio-inspired fiber fabrication and assembly. Nano Today 2012, 7, 35–52. [Google Scholar] [CrossRef]
    42. Kim, B.; Kim, J.; Takama, N. Fabrication of nano-structures using inverse-μCP technique with a flat PDMS stamp. Sens. Actuat. A Phys. 2007, 136, 475–483. [Google Scholar] [CrossRef]
    43. Kim, P.; Epstein, A.K.; Khan, M.; Zarzar, L.D.; Lipomi, D.J.; Whitesides, G.M.; Aizenberg, J. Structural transformation by electrodeposition on patterned substrates (steps): A new versatile nanofabrication method. Nano Lett. 2012, 12, 527–533. [Google Scholar] [CrossRef]
    44. Manabe, K.; Nishizawa, S.; Shiratori, S. Porous surface structure fabricated by breath figures that suppresses pseudomonas aeruginosa biofilm formation. ACS Appl. Mater. Interfaces 2013, 5, 11900–11905. [Google Scholar] [CrossRef]
    45. Pokroy, B.; Epstein, A.K.; Persson-Gulda, M.C.M.; Aizenberg, J. Fabrication of bioinspired actuated nanostructures with arbitrary geometry and stiffness. Adv. Mater. 2009, 21, 463–469. [Google Scholar] [CrossRef]
    46. Shao, G.; Wu, J.; Cai, Z.; Wang, W. Fabrication of elastomeric high-aspect-ratio microstructures using polydimethylsiloxane (pdms) double casting technique. Sens. Actuat. A Phys. 2012, 178, 230–236. [Google Scholar] [CrossRef]
    47. Wang, L.; Lin, C.; Yang, L.; Zhang, J.; Zheng, J. Preparation of nano/micro-scale column-like topography on pdms surfaces via vapor deposition: Dependence on volatility solvents. Appl. Surf. Sci. 2011, 258, 265–269. [Google Scholar] [CrossRef]
    48. Hsu, L.C.; Fang, J.; Borca-Tasciuc, D.A.; Worobo, R.W.; Moraru, C.I. Effect of micro- and nanoscale topography on the adhesion of bacterial cells to solid surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 2013, 79, 2703–2712. [Google Scholar] [CrossRef]
    49. Ivanova, E.P.; Hasan, J.; Webb, H.K.; Gervinskas, G.; Juodkazis, S.; Truong, V.K.; Wu, A.H.; Lamb, R.N.; Baulin, V.A.; Watson, G.S.; et al. Bactericidal activity of black silicon. Nat. Commun. 2013, 4. [Google Scholar] [CrossRef]
    50. Jeyachandran, Y.L.; Narayandass, S.K.; Mangalaraj, D.; Bao, C.Y.; Li, W.; Liao, Y.M.; Zhang, C.L.; Xiao, L.Y.; Chen, W.C. A study on bacterial attachment on titanium and hydroxyapatite based films. Surf. Coat. Technol. 2006, 201, 3462–3474. [Google Scholar] [CrossRef]
    51. Joo, H.-C.; Lim, Y.-J.; Kim, M.-J.; Kwon, H.-B.; Han, J.-H. Characterization on titanium surfaces and its effect on photocatalytic bactericidal activity. Appl. Surf. Sci. 2010, 257, 741–746. [Google Scholar] [CrossRef]
    52. Kargar, M.; Wang, J.; Nain, A.S.; Behkam, B. Controlling bacterial adhesion to surfaces using topographical cues: A study of the interaction of pseudomonas aeruginosa with nanofiber-textured surfaces. Soft Matter 2012, 8, 10254–10259. [Google Scholar] [CrossRef]
    53. Ling, J.F.; Graham, M.V.; Cady, N.C. Effect of topographically patterned poly(dimethylsiloxane) surfaces on pseudomonas aeruginosa adhesion and biofilm formation. Nano LIFE 2012, 2. [Google Scholar] [CrossRef]
    54. Rizzello, L.; Galeone, A.; Vecchio, G.; Brunetti, V.; Sabella, S.; Pompa, P.P. Molecular response of escherichia coli adhering onto nanoscale topography. Nanosc. Res. Lett. 2012, 7, 575:1–575:8. [Google Scholar]
    55. Verran, J.; Packer, A.; Kelly, P.; Whitehead, K.A. Titanium-coating of stainless steel as an aid to improved cleanability. Int. J. Food Microbiol. 2010, 141, S134–S139. [Google Scholar] [CrossRef]
    56. Diaz, C.; Minan, A.; Schilardi, P.L.; Fernandez Lorenzo de Mele, M. Synergistic antimicrobial effect against early biofilm formation: Micropatterned surface plus antibiotic treatment. Int. J. Antimicrob. Agents 2012, 40, 221–226. [Google Scholar]
    57. Epstein, A.K.; Wong, T.S.; Belisle, R.A.; Boggs, E.M.; Aizenberg, J. Liquid-infused structured surfaces with exceptional anti-biofouling performance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2012, 109, 13182–13187. [Google Scholar]
    58. Whitehead, K.A.; Verran, J. The effect of surface topography on the retention of microorganisms. Food Bioprod. Process. 2006, 84, 253–259. [Google Scholar] [CrossRef]
    59. Shi, X.; Zhu, X. Biofilm formation and food safety in food industries. Trends Food Sci. Technol. 2009, 20, 407–413. [Google Scholar] [CrossRef]
    60. Abban, S.; Jakobsen, M.; Jespersen, L. Attachment behaviour of escherichia coli k12 and salmonella typhimurium p6 on food contact surfaces for food transportation. Food Microbiol. 2012, 31, 139–147. [Google Scholar] [CrossRef]
    61. Schumacher, J.F.; Carman, M.L.; Estes, T.G.; Feinberg, A.W.; Wilson, L.H.; Callow, M.E.; Callow, J.A.; Finlay, J.A.; Brennan, A.B. Engineered antifouling microtopographies—Effect of feature size, geometry, and roughness on settlement of zoospores of the green alga ulva. Biofouling 2007, 23, 55–62. [Google Scholar] [CrossRef]
    62. Callow, M.E.; Jennings, A.R.; Brennan, A.B.; Seegert, C.E.; Gibson, A.; Wilson, L.; Feinberg, A.; Baney, R.; Callow, J.A. Microtopographic cues for settlement of zoospores of the green fouling alga enteromorpha. Biofouling 2002, 18, 229–236. [Google Scholar] [CrossRef]
    63. Schumacher, J.F.; Long, C.J.; Callow, M.E.; Finlay, J.A.; Callow, J.A.; Brennan, A.B. Engineered nanoforce gradients for inhibition of settlement (attachment) of swimming algal spores. Langmuir 2008, 24, 4931–4937. [Google Scholar] [CrossRef]
    64. Bhushan, B. Bioinspired structured surfaces. Langmuir 2012, 28, 1698–1714. [Google Scholar] [CrossRef]
    65. Malshe, A.; Rajurkar, K.; Samant, A.; Hansen, H.N.; Bapat, S.; Jiang, W. Bio-inspired functional surfaces for advanced applications. CIRP Ann. Manuf. Technol. 2013, 62, 607–628. [Google Scholar] [CrossRef]
    66. Wenzel, R.N. Resistance of solid surfaces to wetting by water. Ind. Eng. Chem. 1936, 28, 988–994. [Google Scholar] [CrossRef]
    67. Bico, J.; Marzolin, C.; Quere, D. Pearl drops. Europhys. Lett. 1999, 47, 743–744. [Google Scholar] [CrossRef]
    68. Bico, J.; Thiele, U.; Quéré, D. Wetting of textured surfaces. Colloids Surfaces A Physicochem. Eng. Aspects 2002, 206, 41–46. [Google Scholar] [CrossRef]
    69. Bico, J.; Tordeux, C.; Quere, D. Rough wetting. Europhys. Lett. 2001, 55, 214–220. [Google Scholar] [CrossRef]
    70. Cassie, A.B.D.; Baxter, S. Wettability of porous surfaces. Trans. Faraday Soci. 1944, 40, 546–551. [Google Scholar] [CrossRef]
    71. Quere, D. Rough ideas on wetting. Phys. A Statist. Mechan. Appl. 2002, 313, 32–46. [Google Scholar] [CrossRef]
    72. Long, C.J.; Schumacher, J.F.; Robinson, P.A., 2nd; Finlay, J.A.; Callow, M.E.; Callow, J.A.; Brennan, A.B. A model that predicts the attachment behavior of Ulva linza zoospores on surface topography. Biofouling 2010, 26, 411–419. [Google Scholar] [CrossRef]
    73. Graham, M.V.; Mosier, A.P.; Kiehl, T.R.; Kaloyeros, A.E.; Cady, N.C. Development of antifouling surfaces to reduce bacterial attachment. Soft Matter 2013, 9, 6235–6244. [Google Scholar] [CrossRef]
    74. Nain, A.S.; Sitti, M.; Jacobson, A.; Kowalewski, T.; Amon, C. Dry spinning based spinneret based tunable engineered parameters (step) technique for controlled and aligned deposition of polymeric nanofibers. Macromol. Rapid Commun. 2009, 30, 1406–1412. [Google Scholar] [CrossRef]
    75. Perni, S.; Prokopovich, P. Micropatterning with conical features can control bacterial adhesion on silicone. Soft Matter 2013, 9, 1844–1851. [Google Scholar] [CrossRef]
    76. Chung, K.K.; Schumacher, J.F.; Sampson, E.M.; Burne, R.A.; Antonelli, P.J.; Brennan, A.B. Impact of engineered surface microtopography on biofilm formation of staphylococcus aureus. Biointerphases 2007, 2, 89–94. [Google Scholar] [CrossRef]
    77. Anstead, G.M.; Cadena, J.; Javeri, H. Treatment of infections due to resistant staphylococcus aureus. Methods Mol. Biol. 2014, 1085, 259–309. [Google Scholar] [CrossRef]
    78. Reddy, S.T.; Chung, K.K.; McDaniel, C.J.; Darouiche, R.O.; Landman, J.; Brennan, A.B. Micropatterned surfaces for reducing the risk of catheter-associated urinary tract infection: An in vitro study on the effect of sharklet micropatterned surfaces to inhibit bacterial colonization and migration of uropathogenic escherichia coli. J. Endourol. 2011, 25, 1547–1552. [Google Scholar] [CrossRef]
    79. Jones, G.L.; Russell, A.D.; Caliskan, Z.; Stickler, D.J. A strategy for the control of catheter blockage by crystalline proteus mirabilis biofilm using the antibacterial agent triclosan. Eur. Urol. 2005, 48, 838–845. [Google Scholar] [CrossRef]
    80. Epstein, A.K.; Hong, D.; Kim, P.; Aizenberg, J. Biofilm attachment reduction on bioinspired, dynamic, micro-wrinkling surfaces. New J. Phys. 2013, 15, 095018. [Google Scholar] [CrossRef]
    81. Xu, L.C.; Siedlecki, C.A. Submicron-textured biomaterial surface reduces staphylococcal bacterial adhesion and biofilm formation. Acta Biomater. 2012, 8, 72–81. [Google Scholar] [CrossRef]
    82. Curtis, A. Tutorial on the biology of nanotopography. IEEE Trans. Nanobiosci. 2004, 3, 293–295. [Google Scholar] [CrossRef]
    83. Dalby, M.J.; Riehle, M.O.; Sutherland, D.S.; Agheli, H.; Curtis, A.S. Changes in fibroblast morphology in response to nano-columns produced by colloidal lithography. Biomaterials 2004, 25, 5415–5422. [Google Scholar] [CrossRef]
    84. Flemming, R.G.; Murphy, C.J.; Abrams, G.A.; Goodman, S.L.; Nealey, P.F. Effects of synthetic micro- and nano-structured surfaces on cell behavior. Biomaterials 1999, 20, 573–588. [Google Scholar] [CrossRef]
    85. Martines, E.; McGhee, K.; Wilkinson, C.; Curtis, A. A parallel-plate flow chamber to study initial cell adhesion on a nanofeatured surface. IEEE Trans. Nanobiosci. 2004, 3, 90–95. [Google Scholar] [CrossRef]
    86. Díaz, C.; Schilardi, P.L.; Salvarezza, R.C.; Fernández Lorenzo de Mele, M. Nano/microscale order affects the early stages of biofilm formation on metal surfaces. Langmuir 2007, 23, 11206–11210. [Google Scholar] [CrossRef]
    87. Rizzello, L.; Sorce, B.; Sabella, S.; Vecchio, G.; Galeone, A.; Brunetti, V.; Cingolani, R.; Pompa, P.P. Impact of nanoscale topography on genomics and proteomics of adherent bacteria. ACS Nano 2011, 5, 1865–1876. [Google Scholar] [CrossRef]
    88. Mitik-Dineva, N.; Wang, J.; Stoddart, P.R.; Crawford, R.J.; Ivanova, E.P. Nano-Structured Surfaces Control Bacterial Attachment. In Proceedings of the IEEE ICONN 2008 International Conference on Nanoscience and Nanotechnology, Melbourne, Victoria, Australia, 25–29 February 2008; pp. 113–116.
    89. Mitik-Dineva, N.; Wang, J.; Truong, V.K.; Stoddart, P.R.; Malherbe, F.; Crawford, R.J.; Ivanova, E.P. Differences in colonisation of five marine bacteria on two types of glass surfaces. Biofouling 2009, 25, 621–631. [Google Scholar] [CrossRef]
    90. Mulcahy, L.R.; Isabella, V.M.; Lewis, K. Pseudomonas aeruginosa biofilms in disease. Microb. Ecol. 2013. in press. [Google Scholar]
    91. Park, M.R.; Banks, M.K.; Applegate, B.; Webster, T.J. Influence of nanophase titania topography on bacterial attachment and metabolism. Int. J. Nanomed. 2008, 3, 497–504. [Google Scholar]
    92. Diaz, C.; Schilardi, P.L.; dos Santos Claro, P.C.; Salvarezza, R.C.; Fernandez Lorenzo de Mele, M.A. Submicron trenches reduce the pseudomonas fluorescens colonization rate on solid surfaces. ACS Appl. Mater. Interfaces 2009, 1, 136–143. [Google Scholar] [CrossRef]
    93. Yim, E.K.; Darling, E.M.; Kulangara, K.; Guilak, F.; Leong, K.W. Nanotopography-induced changes in focal adhesions, cytoskeletal organization, and mechanical properties of human mesenchymal stem cells. Biomaterials 2010, 31, 1299–1306. [Google Scholar] [CrossRef]
    94. Bae, D.; Moon, S.-H.; Park, B.G.; Park, S.-J.; Jung, T.; Kim, J.S.; Lee, K.B.; Chung, H.-M. Nanotopographical control for maintaining undifferentiated human embryonic stem cell colonies in feeder free conditions. Biomaterials 2014, 35, 916–928. [Google Scholar] [CrossRef]
    95. Wang, P.Y.; Yu, J.; Lin, J.H.; Tsai, W.B. Modulation of alignment, elongation and contraction of cardiomyocytes through a combination of nanotopography and rigidity of substrates. Acta Biomater. 2011, 7, 3285–3293. [Google Scholar]
    96. Kim, H.N.; Jiao, A.; Hwang, N.S.; Kim, M.S.; Kang do, H.; Kim, D.H.; Suh, K.Y. Nanotopography-guided tissue engineering and regenerative medicine. Adv. Drug Deliv. Rev. 2013, 65, 536–558. [Google Scholar] [CrossRef]
    97. Kim, H.N.; Hong, Y.; Kim, M.S.; Kim, S.M.; Suh, K.Y. Effect of orientation and density of nanotopography in dermal wound healing. Biomaterials 2012, 33, 8782–8792. [Google Scholar] [CrossRef]
بازدید 6402 بار آخرین ویرایش در یکشنبه, 24 اسفند 1393 ساعت 21:01
ارسلان فائق فرید

یه دهـــه 60 ای!
رشته تحصیلیم فیزیک مهندسی هست و موضوعات مربوط به علوم و تکنولوژی های جدید رو دنبال می کنم. متولد تبریز و ساکن تهران هستم. در حال حاضر هدفم اینه که زندگیم رو بر پایه علایق ام بسازم و علاقه ام همون ایده های نو ، خلاقیت و تکنولوژی هست.

پست الکترونیکی از این آدرس ایمیل در مقابل روبوت های اسپمر محافظت می شود. جهت مشاهده آن باید جاوااسکریپت فعال باشد.

موارد مرتبط

  • کنترل رشد بیوفیلم باکتریایی روی سطوح توسط نانوساختارهای هندسی و مکانیکی

    نویسندگان : A K Epstein1,2, A I Hochbaum1,3, Philseok Kim1,2 and J Aizenberg1,2,3
    ترجمه : ارسلان فائق فرید

    1. School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, 29 Oxford Street, Cambridge, MA 02138, USA
    2. Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering, 3 Blackfan Circle, Boston, MA 02115, USA
    3. Department of Chemistry and Chemical Biology, Harvard University, 12 Oxford Street, Cambridge, MA 02138, USA

    E-mail: از این آدرس ایمیل در مقابل روبوت های اسپمر محافظت می شود. جهت مشاهده آن باید جاوااسکریپت فعال باشد.

    منتشر شده در 21 نوامبر 2011
    نسخه انگلیسی آنلاین : stacks.iop.org/Nano/22/494007

    خلاصه

    اجتماع باکتری‌ها که در یک سطح به هم مرتبط هستند را بیوفیلم می‌نامند که در طبیعت و محیط انسانی شایع هستند. بیوفیلم‌های بالغ در برابر گستره وسیعی از راهکار‌های ضد‌میکروبی مقاوم هستند و بنابراین یک تهدید دائم بیماری‌زا به حساب می‌آیند. استفاده از شیمیِ سطح برای مهار رشد بیوفیلم، به عنوان یک راه موقت که فقط برای باکتری‌های تازه الحاق یافته مؤثر است، شناخته می‌شود. در این مقاله ما تأثیرات قابل تنظیم خواص فیزیکی سطح بر رشد بیوفیلم را بررسی می‌کنیم که شامل سطوح با تراکم بالا از آرایه‌های نانوساختار در طول و عرض (HAR) می‌شود که اخیراً برای تحت تاثیر قراردادنِ الگوی توزیع خودبخودی باکتری‌ها در محدوده بزرگ روی سطوح گزارش شده است. پارامترهای عملکردی و رژیم‌های متفاوت در مقیاس طولی، به عنوان کنترل کننده‌ها در الگودهی مصنوعی به رشد گونه بیماری‌زا باکتری‌های سودوموناس آئروژینوزا ، با یک رویکرد ترکیبی تشریح شده اند. همچنین ما یک رویکرد متقابل از رشد بیوفیلم روی نانوساختار HAR در برابر سختی مؤثر نانوساختار، ارائه کردیم. وقتی درجه نرمی آرایه‌های نانوساختار مشابه مو از یک مقدار آستانه، فراتر می‌رود، رشد بیوفیلم در مقایسه با یک سطح صاف، مهار می‌شود. این نتیجه با چسبندگی گزینشی باکتری‌ها به سطوح مختلف در یک راستا است. بنابراین با ترکیب نانوآرایه‌ها برای الگودهی به باکتری‌ها و تنظیم سختی این نانوآرایه‌ها، چسبدگی گزینشی این باکتری ها می‌تواند به کنترل درآمده و رشد بیوفیلم مهار شود.

    1. مقدمه

    باکتری ها در محیط‌های طبیعی و انسانی اغلب، اجتماع‌های چند سلولی به نام بیوفیلم، روی سطوح تشکیل می‌دهند [1]. بیوفلیم‌ها گستره وسیعی از زیرساخت‌ها را آلوده می‌کنند؛ از جمله لوله‌کشی ساختمان‌ها، پالایشگاه‌های نفت، کارخانه‌های تولید کاغذ، مبدل‌های حرارتی، ایمپلنت‌های پزشکی و سیتم تهویه ساختمان‌ها [2]. رسوبات دریایی که توسط انباشت بیوفیلم‌های باکتریایی بر بدنه کشتی‌ها به جا گذاشته می‌شود و به دنبال آن به تدریج با ارگانیزم های دریایی بزرگتر ، گسترش می‌یابند، هزینه‌ی سوخت دریانوردی کشتی‌ها را تا 40% افزایش می‌دهند [3]. و در زمینه تجهیزات پزشکی، بیوفیلم‌ها دلیل عفونت‌های مداوم، تحریک پاسخ ایمنی، رهاسازی سموم مضر و حتی انسداد لوله‌های کارگذاشته شده در بدن، هستند. در نتیجه عفونت‌های بیمارستانی، گریبان‌گیر حدود 10% از بیماران در ایالات متحده آمریکا شده که مرگ 100 هزار نفر در سال را شامل می‌شود. افزون بر این، تخمین زده شده که بیوفیلم‌ها دلیل بیش از 80% از کل عفونت‌های میکروبی در انسان هستند [4، 5].

    بیوفیلم‌ها از راه‌های متنوعی سلول‌های تشکیل‌دهنده خود را محافظت می‌کنند که این امر موجب سخت شدن مقابله با هر دو آلودگی صنعتی و بالینی می‌شود. به عنوان جوامع خودسامان، بیوفیلم‌ها به سلول‌های فنوتیپ با خصوصیات متمایز ، تکامل پیدا کرده‌اند که عملکردهای مکملی به انجام می‌رسانند. رفتار تعاونی سلول‌های باکتری به واسطه ارتباطات سلول-سلول و عوامل دیگر میسر می‌شود که باکتری را قادر به افزایش تنوع متابولیکی و بهره‌وری بالا همچنین پایداری در برابر تنش‌های محیطی، عوامل ضد باکتری و سیستم دفاعی میزبان ، می‌سازد [6، 7]. بیوفیلم‌ها با الگوهای توزیع، در مقیاس ماکروسکوپی و میکروسکوپی ، تشکیل می‌شوند. برای مثال تعدادی از سلول‌های تشکیل دهنده، در حوزه گسترش بیوفیلم فعال هستند، درحالی که سایرین وارد حالت خفته (غیرفعال) می‌شوند که منجر به مصونیت آنها در برابر ضدمیکروب‌های مبتنی بر فعالیت های متابولیک (سوخت و ساز) و تولید مثل می‌شود [8- 11]. گزارش شده که خواص فیزیکی ماکروسکوپی بیوفیلم‌ها، باعث پایداری‌شان در برابر راهکارهای معمول به کار رفته در حالت مایع و بخار می‌شود، و به این صورت از سلول های تشکیل دهنده‌شان محافظت می‌کنند [12].

    پیشتر، انواع مختلفی از سطوح مقاوم در برابر باکتری، جهت مهار رشد بیوفیلم پیشنهاد شده‌اند ولی استراتژی‌ها عمدتاً بر یکی از این دو روش ، یعنی استفاده از ترکیبات شیمیایی و بیولوژیکی (biocidal)، یا مهار چسبندگی، استوار است. مورد اول، شامل تکنیک‌های سنتی است که در آن پوشش هایی طراحی می‌شوند که عواملی نظیر آنتی‌بیوتیک‌ها، نمک آمونیوم چهارتایی و یون‌های نقره را به داخل محیط آبی اطراف، آزاد می‌کنند. این عوامل در داخل پلیمرهای مهندسی شده و سایر مواد گنجانده شده‌اند [13]. روش دوم نیز بر استفاده از گروه‌‌هایی با عملکرد شیمیایی سطحی تمرکز دارد که با ممانعت از جذب سطحی پروتئین، موجب مهار چسبیدن باکتری‌ها می‌شود. یکی از شایع‌ترین اصلاح کننده‌‌های سطحی که مورد مطالعه قرار گرفته است، پلی اتیلن گیلیکول یا PEG می‌باشد [14، 15].

    با این حال، هر دو این استراتژی‌ها موقتی هستند. استفاده از شیمی سطح به تنهایی، برای دستیابی به مواد با مقاومت دائمی در برابر باکتری، دشوار به نظر می‌رسد. حتی اگر باکتری‌ها قادر به چسبیدن مستقیم به سطح بستر نباشند، جذب غیر اختصاصی پروتئین‌ها و سورفاکتانت‌های ترشح شده از باکتری‌ها روی سطح، سرانجام عملکرد شیمیایی سطح بستر را پوشش داده و مختل می‌کند [16 -18]. طی یک دوره زمانی طولانی‌تر، مخزن شستشوی حاوی ترکیبات ضدمیکروبی، طبیعتاً محدود است و تخلیه خواهد شد. همچنین ظهور گونه‌های بیماری‌زای مقاوم به آنتی‌بیوتیک و نقره، در کنار محدودیت‌های جدید در استفاده از پوشش‌های تراو‌ش‌کننده ترکیبات شیمیایی (biocide)، در محیط دریایی، توسعه‌ی‌راهکارهای جدید را الزامی می‌سازد [19 -20].

    در مقابل، شناخت کمی از تأثیر ویژگی‌های توپوگرافی بر چسبندگی باکتری‌ها و فرم‌دهی به بیوفیلم‌ها وجود دارد. طبیعت، سرنخ‌هایی را برای جلوگیری از تشکیل اجتماعات میکروبی بر روی سطوح، فراهم کرده که می‌تواند راهکار جایگزینی باشد. برای مثال، روی بدنه کشتی‌ها به طور مداوم لایه‌هایی از جلبک و سخت‌پوستان تشکیل می‌شود. مواد به کار رفته امروزی، که ویژگی‌های توپوگرافی پوست کوسه‌ها را تقلید می‌کنند، افزایش مقاومت در برابر رسوبات زیستی دریایی را، درمحدوده مقیاس مشخص، نشان می‌دهند [22]. احتمالاً ساختارها فیزیکی، شکل ماندگارتری از اثر بازدارندگی را بین باکتری و سطح، فراهم می‌کنند. در واقع، سلول‌های پستانداران نسبت به توپوگرافی و مکانیک سطح، واکنش نشان داده و رفتارشان فقط به واسطه علائم مکانیکی و فضایی، قابل دستکاری است [23 -25]. همچنین واکنش نسبت به علائم مکانیکی، در باکتری‌ها نیز گزارش شده است. سطح پیوستی یک مرحله حیاتی در شکلگیری بیوفیلم است که گذرگاه‌های علائم شیمیایی بین سلولی و برون سلولی در باکتری‌ها را تحت تأثیر قرار می‌دهد [26]. برای مثال، ضریب الاستیک بستر، جهت متأثر ساختن تراکم تشکیل کلنی‌های سطحی، پیشنهاد شده است. به طور خاص روی سطوح صاف، با ضریب یانگ 1 -100 MPa ، یک ارتباط مثبت بین تراکم پیوستی و ضریب سطح، گزارش شده است [27]. ویژگی‌های توپوگرافی می‌تواند چیدمان سلولی بر روی سطح و رفتارهای حاصل از آن را تحت تأثیر قرار داده و ممکن است بر توسعه بیوفیلم مؤثر باشد [28]. با این حال، نقش ساختارهای خاص سطحی در اصلاح جذب شدن باکتری و رفتارهای متعاقب بعدی – به ویژه نقش پارامترهای هندسی مرتبط با خواص مکانیکی ساختارهای سطح - هنوز شفاف نیست.

    ما در این مقاله به معرفی یافته‌های جدید در رابطه با تعاملات حاکم بر شکل‌گیری باکتری‌ها بر روی بستر‌هایی از نانومیله‌، می‌پردازیم. پیوستگی و رفتار جمعی بیوفیلم با تغییر نسبت‌ها، ابعاد و گام‌ها (فاصله مرکز تا مرکز ) در آرایه‌هایی از نانومیله به روش ترکیبی مورد مطالعه قرار گرفته است. به علاوه، پیوستگی باکتری به بستر‌ نانوساختار به عنوان تابعی از سختی مؤثر، در کنار پیوستگی به سطح صاف و بدون الگو، مقایسه و بررسی شده است. به جای تکیه بر ضرایب ذاتی مواد، ما از یک سختی مؤثر مشتق شده ، که هم وابسته به جنس ماده و هم خواص هندسی سطح بود، برای هدایت چسبندگی باکتری و متأثر کردن رشد بیوفیلم،استفاده کردیم.

    2. جزئیات تجربی

    1.2 ساخت بستر
    بسترهای نانوساختار با ویژگی‌های ابعادی، نزدیک به اندازه سلول‌های باکتری، ساخته شد. آرایه‌های با تراکم بالا و نانومقیاس از میله‌های پلیمری، با اپوکسی سفت شونده با فرابنفش (Epoxy Technology UVO-114) و پلی‌اورتان‌ها (Norland Optical Adhesives (NOA) 61 and 65) توسط تکنیک تکثیر سریع پلیمری که قبلاً توضیح داده شد، ایجاد شدند [29]. مجموعه‌ای از نسخه‌های کپی شده، با پارامترهای ابعادی متفاوت، شامل قطر نانومیله‌ها، گام و تناسب آرایه به وسیله‌ی میکروساختارهای مختلف از سیلیکون و توسط قالب‌های دستکاری ‌شده‌ی هندسی از پلی دی متیل سیلوکسان (PDMS, Dow Corning Sylgard 184) قالبگیری شدند.

    در آزمایشات مختلف، از بسترهایی مرکب از میله ها در یک آرایه ی مربعی استفاده شد، که از یک سمت تا سمت دیگر بستر، گام های متفاوت بین میله ها وجود داشت. برای ساخت آرایه ی مستطیلی از میله ها با گام متغیر، نسخه‌ای از روی قالب PDMS با چینش مربعی با الگوی گام متغیر، که در یک جهت کشیده شده، ساخته شد. قالب، کشیده شد و اپوکسی، روی قالب کشیده شده، پخت  شد. آرایه، میله هایی با قطر حدود 300 نانومتر و ارتفاعی حدود 2 میکرومتر را شامل می شد.

    بسترهای میله¬ای با گام‌ عمودی بر میله‌ و قطرهای متغیر با استفاده از روش STEPS که قبلاً توصیف شد، ساخته شدند [30]. یک نسخه آرایه‌ی نانومیله‌ از جنس اپوکسی (UVO-114) ، شامل گام‌های متغیر از 0.8 تا 4.0 میکرومتر در طول بستر، با عنصر طلا به ضخامت 50 نانومتر به صورت افشانه‌ای روکش شد تا سطح دارای رسانایی الکتریکی گردد. سپس 80% نمونه‌ی با روکش طلا به عنوان الکترولیت در یک سلول الکتروشیمیایی حاوی محلول آبی 0.1 M مونومر پیرول و 0.1 M سدیم دودسیل بنزن سولفونات غوطه‌ور شد. الکتروانباشت از پلی‌پیرول در پتانسیل ثابت (0.55 ولت Ag/AgCl) همراه با خروج گام به گام نمونه در جهت عمود بر گام‌ها، در چهار مرحله مشابه به صورت مجزا در زمان‌های 15، 30، 45 و 60 دقیقه‌ای به کار گرفته شد (شکل 2 (الف)). بین فواصل زمانی، نمونه به مدت 30 دقیقه برای خشک شدن و متعادل شدن، ثابت می‌ماند. از آنجا که جهت خارج کردن، عمود بر جهت تغییر گام بود، یک نرخ متغیر از قطر نانوساختارها در جهت عمود بر تغیرات فاصله بین میله‌ها، به لطف رشد پلی‌پیرول در طول زمان، حاصل شد.

    نسخه‌های پلیمری، شامل آرایش مربعی از میله‌ها از جنس UVO-114، NOA 61 و NOA 65 به منظور تنوع در سفتی بستر، ساخته شدند که به ترتیب به مدت 20، 60 و 60 دقیقه زیر لامپ فرابنفش با توان 130 mW cm-2 (در 365 nm) ، پخت شده بودند. این آرایه‌ها دارای ابعادی شامل، فاصله گام 2 میکرومتر، قطر میله 250 نانومتر و ارتفاع میله 8 میکرومتر و ناحیه‌ای مدنظر به مساحت 4 سانتیمتر مربع بودند. بسترهای مسطح از جنس پلیمرهای مشابه و مساحت ناحیه‌ی یکسان، به عنوان شاهد ساخته شدند.

    2‌.‌2 اندازه‌گیری ضریب یانگ
    ضریب یانگ پلیمرهای NOA 61 و NOA 65 به روش خمش چهارنقطه‌ای، که قبلاً توضیح داده شده، مشخص شد[29]؛ با این تفاوت که نمونه‌های خمشی در سه نسخه با ابعاد: طول = 40 میلیمتر، عرض = 5 میلیمتر و ضخامت = 1.5 میلیمتر، ساخته شده بودند و اندازه‌گیری‌های مکانیکی توسط دستگاه Instron 5566 universal test system ، انجام شد.

    3.2 آماده‌سازی و رشد باکتری
    سودوموناس آئروژینوزا (نژاد PA 14) در طول شب و دمای 37 درجه سانتیگراد در لوله‌های بدون درپوش روی یک همزن مداری در محیط کشت لوریا براث (LB) (EMD LB Broth Miller) تا مرحله سکون رشد داده شدند. سپس این LB آماده‌ی کشت، در غلظت 1% در TB محیط رشد (BD Bacto Tryptone) روی بسترهای پلیمری که با نوار کربنی به کف ظرف‌های 6تایی چسبانده شده بودند، کشت شدند. نمونه‌ها در 4 میلی لیتر از محیط تلقیح غوطه‌ور شده و روی میز و دمای اتاق در بازه‌های زمانی گوناگون رشد داده شدند.

    4.2 تصویربرداری و تجزیه و تحلیل
    برای تصویربرداری فلوئورسانسی از باکتری‌های الصاقی، محیط رشد از درون ظرف‌ها کاملا تخلیه شد، نمونه‌های پلیمری به آرامی شسته شد و در بافر فسفات سالین (PBS) (1×) (Lonza Biowhittaker) داخل ظرف غوطه‌ور شد و باکتری‌های چسبیده با محلول 5% گلوتارآلدئید حداقل به مدت 1 ساعت تثبیت شدند. به دنبال آن یک شستشو PBS دیگر به صورت 0.01% تریتون X100 در (PBS (PBST ، به منظور نفوذپذیر ساختن غشاء باکتری انجام شد. سپس سلول‌ها با اسید نوکلئیک سبز 0.5 µM SYTOX در PBST به مدت 30 دقیقه رنگ شدند و بعد از آن در PBS جهت تصویربرداری فلوئورسانسی ، شستشو شدند.
    برای تجزیه و تحلیل چیدمان موجود در میکروگراف‌های فلورسانسی مختلف، از تبدیلات سریع فوریه (FFT) و کنتراست بهینه شده توسط ImageJ استفاده شد.

    5.2 تعیین مقادیر باکتری با فراصوت و روش برآورد تقریبی واحدهای تشکیل دهنده کلنی (CFU)
    باکتری‌ها یا زیست توده‌ی الصاقی به نمونه‌های پلیمری مختلف، توسط یک روند چند مرحله‌ای از حذف سلولی، رقیق سازی سریالی و روکش‌دهی سلول‌های زنده، تعیین مقدار شدند. ابتدا هر نمونه پلیمری به طور جداگانه در لوله مخروطی 50 میلی لیتری حاوی 15 میلی لیتر از D-tyrosine 3 میلی مولار در PBS با PH 7.5 قرار گرفتند و جهت افزایش جداسازی بیوفیلم به مدت 30 دقیقه در دمای اتاق از انکوباتور استفاده شد. نمونه‌ها به مدت 10 دقیقه در حمام فراصوت قرار گرفتند. 200 میکرولیتر از هر محلول بعد از فرآیند فراصوت داخل ظرف 96 حفره‌ای با پیپت پر شد و به نوبت 10 برابر رقیق سازی شدند. 10 میکرولیتر از هر مورد رقیق‌سازی شده از هر نمونه، به موازات یکدیگر روی یک صفحه آگار LB با شیب مختصر، چکانده شد تا قطرات در دو خط موازی سرازیر و پخش شوند سپس به مدت 36 تا 48 ساعت در دمای اتاق، داخل انکوباتور قرار گرفتند. واحدهای تشکیل دهنده کلنی باکتری (CFU) ، تک باکتری‌ای که به یک کلنی قابل مشاهده تکثیر شده بود، روی هر ظرف شمارش شدند و مقادیر CFU در قیاس با فاکتورهای رقیق سازی متناظر، مقایسه شد.

    3. نتایج و بحث

    1.3 تأثیرات توپوگرافی بر چیدمان باکتری‌ها
    روش تکثیر استفاده شده برای ساخت بسترهای پلیمری با تراکم بالای نالومیله‌ها (HAR) ، می‌تواند برای ساخت آرایه‌های میله‌ای با طیف وسیعی از ابعاد و نسبت‌ها، توسط همان قالب‌های الاستومری، اصلاح شود[29]. اعمال مجموعه دقیقی از تغییر شکل‌ها به قالب‌های الاستومری حین سفت شدن مواد تکثیرشونده داخل آن، اجازه می‌دهد تا، مقاطع نالومیله‌ها به همان نسبت کشیده شود ، نانومیله‌ها نسبت به محور عمودی کج شوند و آرایه از مربع به مستطیل یا لوزی، تغییر شکل دهد. به علاوه، خم کردن و پیچیدن بستر را نیز می‌توان مد نظر قرار داد. این اصلاحات بستر از طریق تغییر شکل همزمان قالب یا تغییر شکل تکرارشونده قالب و مراحل تکثیر، امکان پذیر است.

    1.1.3 چیدمان سلولی هدایت شده توسط علائم توپوگرافی.
    به طور خاص، تناسب چهارگوش آرایه‌ی مربعی میله‌ها که در نمونه‌های با گام متغیر به کار رفته، با گسترش تک جهته‌ی قالب، حین مرحله شکلگیری بستر، می تواند بهم بخورد. در این حالت آرایه‌ی مربعی به یک آرایه‌ی مستطیلی تغییر می‌کند؛ در جایی که فاصله‌ی گام بین میله‌ها در یک جهت افزایش می‌یابد، طبق اصل فشرده‌سازی پواسون، در جهت عمود بر آن، این فاصله دچار انقباض می‌شود (شکل 1 (الف)). پژوهش قبلی، شکلگیری خودبه‌خودی باکتری روی آرایه‌ی میله‌ای متناوب را نشان داده و جهت شکلگیری باکتری‌ها یک مدل بر مبنای حداکثر رسانی ناحیه‌ی تماس سطحی، پیشنهاد داد [28]. با در نظر گرفتن این قاعده، برای ردیف کردن باکتری‌های چسبیده به سطح، ما بسترها را فقط با علائم توپوگرافی، طراحی کردیم.

    ما با استفاده از گسترش تک جهته‌ی سطح حاوی آرایه‌ی مربعی و گام متغیر بین میله‌ها در طول بستر، حین مرحله پختگی، یک آرایه‌ی مستطیلی از میله‌ها ساختیم که دارای گام‌های با فاصله‌ی مختلف در هر دو جهت شبکه بود. باکتری سودوموناس روی این آرایه‌ی متراکم و ناهمگن از نانو میله‌ها، پرورش یافت و الگوی تشکیل خودبه‌خودی آنها توسط ریز بینی فلوئورسانت، مشاهده گردید (شکل 1 (ب)). مطابق نتایج قبلی [28]، باکتری‌ها در پیکربندی‌های متفاوت، وابسته به فاصله‌ی گام‌ بین میله‌ها، شکل گرفتند. در گام‌های کوتاه (0.9 میکرومتر)، باکتری‌ها خود را با میله‌ها منظم کرده، در یک جهت نرمال نسبت به بستر جهت‌گیری کردند و یک آرایه‌ی مستطیلی روی سطح تشکیل دادند. با افزایش فاصله‌ی گام‌ها، باکتری‌ها در جهت عمود بر تناسب آرایه، منظم شده و این کار را با خوابیدن بر کف بستر، انجام دادند.

    شکل 1. (الف) شماتیکی از کشش تک جهته‌ی قالب الاستومری و تغییر تناسب آرایه‌ی نانومیله‌ها از مربعی به مستطیلی درنتیجه‌ی آن. (ب) تصاویر فلوئورسانسی از باکتری سودوموناس به دنبال 18 ساعت رشد روی بستر نانومیله‌ای با تناسب مستطیلی و افزایش گام در هر دو بعد از تصویر سمت چپ تا راست. خطوط عمودی [01] باکتری که در عکس سمت راست مشهودتر است، منطبق بر قاعده حداکثر رسانی سطح تماس به عنوان یک محرک در پیوست خودبه‌خودی است. (ج) از چپ به راست، تبدیلات فوریه از آرایه‌ی مستطیلی نانومیله‌های متراکم، نشان دهنده‌ی سمت و سودهی به الگوی باکتری ناشی از تنها ساختار متناوب سطحی است. کشیدگی از نقطه‌ی مرکزی نشان دهنده‌ی تمایل باکتری‌ به خوابیدن در جهت [01] است.

    مشخصات سازمانی الگوی باکتری‌ها در تبدیلات فوریه (FFT) مربوط به تصاویر تشدید فلوئورسانسی، واضح تر است (شکل 1 (ج)). نقاط کوچک متناظر با پیک‌هایی از نظم موضعی است و پخش ناهمگن نسبت به نقطه مرکزی متناظر با نظم جهت‌دار سلول‌های میله مانند است. پیک‌های نظم موضعی در راستای عمودی [01] در فواصل بیشتری واقع شده‌اند (به دلیل فاصله‌ی کوتاهتر بین میله‌ها در محیط واقعی) تا نسبت به راستای افقی [10] ؛ که نشان دهنده‌ نگاشت سلولی در تناسب مستطیلی از میله‌ها است. در میله‌های نزدیک به هم، جایی که سلول‌ها در جهت نرمال نسبت به سطح جهت‌گیری می‌کنند، پیک‌های نظم موضعی، انعکاس دهنده‌ی تناسب مستطیلی از الگوی باکتری‌ها است ، ولی نقطه‌ی مرکزی دارای همگنی است. عدم وجود نظمی جهت‌دار در تصاویر FFT از این واقعیت ناشی می‌شود که سلول‌ها در جهت موازی با زاویه‌ی دید، جهت‌گیری کرده بودند و زمانی که در راستای محور طولی‌شان مورد مشاهده قرار گرفتند، سلول‌های میله مانند، فاقد ناهمسانگردی سمتی بودند. با حرکت در سراسر بستر، با فاصله گرفتن میله‌ها از یکدیگر، پیک‌های نظم موضعی نسبت به یکدیگر نزدیکتر شده و نقطه‌ی مرکزی مادامی که سلول‌ها بر کف بستر خوابیده و نسبت به زاویه‌ی دید نرمال هستند، شکل ناهمگنی پیدا می‌کند. با افزایش فاصله گام‌ها، مرحله‌ای وجود دارد که در آن باکتری‌ها می‌توانند بین میله‌های مجاور منقبض شده عمودی [01] پل بزنند ولی در جهت کشیده شده افقی [10] آرایه قادر به این کار نبودند. بعلت رفتار حداکثررسانی سطح تماس در آنها، همانطور که در خطوط عمودی تصویر فلوئورسانسی (شکل 1(ب)) و کشیدگی‌های ناهمگن نقطه‌ی مرکزی در همان جهت مشخص است(شکل 1(ج))، باکتری‌ها ترجیح به خوابیدن در جهت منقبض شده را دارند. این نظم‌گیری یک جهته، تایید می‌کند که باکتری‌ها پیکربندی خاص و مستحکمی را هنگام پیوستن به بستر، اتخاذ می‌کنند که نشان دهنده‌ی تأثیر توپوگرافی سطح بر شکلگیری باکتری‌ها است.

    شکل 2. (الف) شماتیکی از ساخت بستر با ویژگی متغییر در دو جهت متعامد که با روش STEPS که پیشتر شرح داده شد، تطبیق داده شده است [30]. یک آرایه‌ی متراکم از نانومیله با گام افزایشی از چپ به راست در جهت نشان داده شده در بالا، در مراحل مجزا، در جهت عمودی از حمام الکترونهشت خارج شده و در نتیجه افزایش‌هایی در قطر نانومیله‌ها به صورت مجزا از بالا تا پایین بستر، حاصل شد. سپس این بستر به روش قالبگری دوگانه سریع، چندین مرتبه تکثیر شد [29]. (ب) بستر ترکیبی نهایی، هم گام (p) متغیر از 0.8 تا 4.0 میکرومتر و هم قطر (d) متغیر در جهت عمودی از 300 نانومتر تا حدود 1 میکرومتر را شامل می‌شد. فواصل مابین یعنی [a[10 و [a[01 به ترتیب حاصل اختلاف p-d در جهات [10] و [01]، هستند. (ج) تصاویر SEM از نمای بالای نانوآرایه‌ی متغیر دو جهته، در سه ناحیه با گام ثابت p=1.66µm . به دلیل انعطاف پذیری، نانو میله‌های نازک موجود در ناحیه‌ی 1 خمیده به نظر می‌رسند.

    2.1.3 ویژگی‌های توپوگرافی، کنترل کننده نظم و بی نظمی در باکتری‌ها.
    بعلاوه ما قابلیت هدایت دوربرد باکتری‌ها در شکلگیری از بی ‌نظم به منظم و برعکس را با کنترل دقیق توپوگرافی آرایه‌ی میله‌ای، نشان دادیم. با شروع از یک آرایه‌ی متراکم از نانومیله‌ها که دارای طیفی افزایشی از گام بود، یک بستر منحصربه فرد حاوی طیفی دوبعدی، با تطبیق تغییرات ساختاری بر تکنیک الکترونهشت از پلیمرها [STEPS) [30) که در شکل 2 (الف) نشان داده شده و در قسمت 2.1 توصیف شد، ساختیم. یک طیف افزایشی از قطر نانومیله‌ها که در جهت عمودی اضافه شد، یک آرایه‌ی ترکیبی دوبعدی ایجاد کرد که به صورت شماتیکی در شکل 2 (ب) نشان داده شده است. نسخه‌های اپوکسی از آرایه ترکیبی به روش قالب‌ریزی دوگانه لیتوگرافی نرم ساخته شدند [29]. باکتری سودوموناس کاشت شده روی نسخه‌های اپوکسی تا 18 ساعت رشد داده شدند و نتیجه حاصله در طول طیف افزایشی از قطر و گام بستر توسط ریزبینی فلوئورسانسی، مطالعه شد. تأثیرات قابل توجهی از قطر و فاصله‌ی میله‌ها بر طرز پیوست باکتری مشاهده شد.

    در نواحی از آرایه با گام بلند، افزایش قطر نانومیله‌، باکتری را به نظم گرفتن، اول در جهت [01] و سپس [10] در کف بستر وادار می‌کند، با افزایش بیشتر قطر، باکتری شروع به جهتگیری نرمال نسبت به بستر می‌کند. این نتیجه تأثیر کاهش فاصله بین میله را مجدداً مطرح می‌کند و نشان می‌دهد که فضای بین دیوار به دیوار (فاصله گام منهای قطر)، به خودی خود، بیشتر از قطر یا گام، یک پارامتر حیاتی در نظم‌دهی است. پیکربندی درون سطحی با شکافی در حدود a10 = 0.90 µm به حداکثر می‌رسد. به طور متناظر، پیوستن باکتری به ناحیه‌ای از بستر با گام کوچکتر، با شکلگیری ابتداً در آرایش [01] و بعد در [10] مشاهده شد، سپس با افزایش قطر در پیکربندی برون سطحی مجتمع می‌شوند. ترکیب گام و قطر یک فاصله‌ی قطری در جهت [11] با اندازه‌ای حدود 1.05 میکرومتر ایجاد می‌کند که این پیکربندی را به حداکثر می‌رساند. در نهایت با کاهش بیشتر فاصله بین میله‌ها، پیوست باکتری‌ها به صورت نامنظم و تصادفی در می‌آید. در این مرحله فاصله‌ی بین نزدیکترین میله‌ی همسایه برای جاگرفتن باکتری، ناکافی است. در مقابل، زمانی که فاصله از طول سلول باکتری بزرگتر است، از ترکیب گام و قطر در آن محل هیچ نظم جهت‌داری حاصل نشد و این برخلاف انتظار ما از مدل رفتار حداکثررسانی سطح تماس بود [28]. تصاویر ریز بینی فلوئورسانسی و تبدیلات فوریه متناظر با آن‌ها در شکل‌های 3 (الف) تا (ج) ، تحولات به دقت کنترل شده‌ بین حالات منظم به نامنظم ، افزایش نظم و نامنظم به منظم را نشان می‌دهد. علاوه بر این، اندازه‌ی طول شکاف برای نظم‌دهی بهینه، ارتباط نزدیکی با اندازه‌ی طولی گونه‌ی باکتری دارد که در حدود 1 میکرومتر است. بنابراین با طراحی یک بستر نانوساختار HAR با شکاف‌های طولی در اندازه‌ی مناسب، می‌توان باکتری را وادار به نظم‌گیری در الگوی دلخواه کرد.

    2.3 تأثیرات مکانیکی بستر نانوساختار بر رشد بیوفیلم
    علاوه بر کنترل پیوستن باکتری به سطح، با استفاده از ساختارهای نانویی و نانو توپوگرافی، اخیراً در گزارش‌ها به نقش مشخصات مکانیکی سطح اشاره شده است [27]. این پدیده در سطوح صافی با ضریب یانگی در محدوده‌ی حدود 1 تا 100 مگاپاسکال دیده شد و نشان داد که ارتباط مثبتی بین تراکم باکتری پیوستی و درجه‌ی سختی بستر وجود دارد. در این مورد، درجه سختی بستر حین ساخت پلی الکترولیت‌های چندلایه، توسط pH مدوله شده بود. هرچند که، یک ماده‌ی مهارکننده‌ی باکتری در محدوده‌ای با درجه سختی 1 مگاپاسکال یا کمتر ممکن است به دلیل سختی مکانیکی پایین، برای بعضی ابزارها یا مقاصد تکنولوژی، کاربردی نباشد. یک ماده یکپارچه نسبت به یک پوشش سطحی، مستعد ورقه ورقه شدن بالقوه نیست. در این مطالعه ما از نانوآرایه‌ی سطحی HAR ، متشکل از مواد توده برای شبیه سازی یک پوشش سطحی نازک و بسیار سازگار، استفاده کردیم. ابعاد نالو میله‌ها به این صورت بود : گام = 2 میکرومتر ، قطر=250 نانومتر ، ارتفاع= 8 میکرومتر. باکتری‌ها در مجاورت سطح نانوآرایه‌، با میله‌های منعطف تعامل بیشتری نسبت به سطح صاف داشتند. انعطاف پذیرترین نانومیله در مطالعه‌ی ما با نیروی حدود 5µm/100 pN اعمال شده به نوک میله، عمود بر محور طولی آن، خم شد؛ بنابر مکانیک اویلری تیر : δ=(Fl^3)/3EI که در آن δ انحراف نوک، F نیروی اعمالی، l ارتفاع میله، E مدول الاستیک و I ممان اینرسی است. در مقایسه، برای یک باکتری جهت ایجاد تورفتگی در یک سطح صاف با ضریب خمش 5µm/100 pN ، نیاز به مدول الاستیک در حدود 5 پاسکال است. برای همین ما سلول‌هایی به شعاع 200 نانومتر برای اعمال نیرو با سر نیم‌کره‌ای خود، فرض کردیم و از مدل تماس الاستیک هرتزین برای فرو رفتگی استفاده کردیم؛ (δ=(4E×R^0.5/3F(1-ν^2 ))^(2⁄3 که در آن δ عمق تورفتگی، ν ضریب پواسون، E مدول الاستیک، F نیروی اعمالی و R شعاع فرورفتگی است. با این تحلیل، سطح نرمی شبیه مو با سختی مؤثر (نیرو بر واحد خمش) شش مرتبه کمتر از پلیمر تشکیل‌دهنده بدست آمد؛ که خود در محدوده‌ی 20 تا 2000 مگاپاسکال بودند و هفت تا نه مرتبه بیشتر از مدول یانگ مورد نیاز برای سطح صاف است.

    شکل 3. تصاویر فلوئورسانسی و تبدیلات فوریه‌ی متناظر از شکلگیری خودبه‌خودی باکتری سودوموناس روی بستر ترکیبی از نانومیله‌. توالی عکس‌ها نشان دهنده‌ی پیوست –باکتری- در ناحیه‌ای با گام مشابه و با قطر افزایشی از بالا تا پایین است. فاصله‌ی بینابینی (نه گام مرکز تا مرکز) نانوآرایه، پارامتر عملکردی بستر در شکل‌گیری خودبه‌خودی باکتری روی سطح است. نتایج، با تنظیم دقیق هندسه‌ی نانوآرایه، قابل کنترل هستند. p فاصله مرکز تا مرکز [10] است و a10 و a11 فاصله دیوار تا دیوار [10] و [11] هستند. (الف) یک تغیر از منظم به نامنظم، با کاهش فاصله‌ی بینابینی a11 تا جایی که باکتری دیگر قادر به جایگیری میان نزدیکترین نانومیله‌ها نباشد، ناشی می‌شود. با بهینه‌سازی فاصله‌ی بینابینی برای الحاق خارج سطحی، باکتری سطحی اولیه به چیدمان خارج سطحی تغییر حالت می‌دهد. (ج) باکتری نامنظم اولیه به میزان بالایی منظم می شود. نوارهای مقیاس 8 میکرومتر هستند.

    1.2.3 غربالگری سطوح پلیمری بر اساس سازگاری با سلول زنده.
    با استفاده از پلتفرم نانوآرایه HAR و عیارسنجی CFU برای بیوفیلم (به بخش 2 مراجعه شود)، ما تراکم باکتری پیوستی به سطح را به عنوان یک تابع از سختی مؤثر نانوآرایه، مورد بررسی قرار دادیم. سختی مؤثر با انتخاب نوع پلیمر کنترل شد تا هندسه نانوآرایه ثابت بماند. سیستم‌های پلیمری کاندید شده ابتدا از سمیت زایی برای سودوموناس محافظت شدند. بسترهای صاف ساخته شده از هر پلیمر با Au به ضخامت 20 نانومتر به صورت افشانه‌ای روکش شدند تا شیمی ذاتی سطح آنها پوشش داده شود و باکتری‌های رشد داده شده روی این بسترها اندازه‌گیری شدند (شکل S1 موجود در آدرس stacks.iop.org/Nano/22/494007/mmedia ). پلی اورتان NOA65، 20 مگاپاسکال؛ NOA61، 500 مگاپاسکال؛ و اپوکسی UVO-114، 2000 مگاپاسکال به دلیل سمیت زایی پایین (با اندازه‌گیری بیشترین شمار سلول زنده)، قابلیت سفت شدن با تابش نور و طیف گسترده‌ی از مقادیر ضرایب، انتخاب شدند. میزان سازگاری با سلول زنده مربوط به هریک از این سه پلیمر بدون پوشش ، به طور مشابه تعیین شد، همانگونه که در شکل 4 (سطوح صاف) مشخص است، تفاوت جزئی در CFU بین آنها وجود دارد.

    2.2.3 رشد بیوفیلم در واکنش به سختی مؤثر ویژگی‌های توپوگرافی.
    همانطور که در شکل‌های 4(الف) و (ب) مشهود است، شمار CFUهای اندازه‌گیری شده از بیوفیلم‌های رشد کرده به مدت 27 ساعت بر روی نانوآرایه‌های 2 گیگاپاسکال و 500 مگاپاسکال از مقادیر روی سطوح مشابه صاف‌شان ، بیشتر بودند. این تمایل به دلیل سطح بزرگتر نانوآرایه در برابر سطح صاف، مورد انتظار بود. هرچند که یک رشد بیوفیلم با روندی متقابل برای نانوآرایه‌ی پلیمری NOA65 20 مگاپاسکالی، رخ داد. روی این ساختار سطحی بسیار سازگار، با وجود افزایش سطح، بیوفیلم حاصل شده در عمل، به دلیل اضافه شدن میله‌های HAR ، کاهش یافت. تا زمانی که مواد از نظر زیست سازگاری، مشابه هستند، نتایج نشان می‌دهند که سختی مؤثر بسیار پایین که در تعامل با سطوح نرم مو مانند توسط سلول‌ها تجربه شده، مانع انباشتگی بیوفیلم می‌شود. (در مقایسه، همانطور که در شکل S2 (موجود در آدرس stacks.iop.org/Nano/22/494007/mmedia ) دیده می‌شود، باکتری سودوموناس، مستقل از کارکرد شیمیایی سطح، بعد از 24 ساعت روی یک سطح پلیمری بیوفیلم متراکم و مستحکمی را شکل می‌دهد؛ که نشان دهنده‌ی بی تفاوتی آن نسبت به صرفِ شیمی سطح است). براساس مدل با مبنای انعطاف‌پذیر از سختی مؤثر نانوآرایه که در بالا بحث شد، آستانه‌ی حداقلی برای این رفتار گزینشی نسبت به مکانیک سطح وجود دارد که به صورت 5 میکرومتر از خمیدگی سطح به ازای نیروی 100 پیکو نیوتنی تعریف می‌شود که معادل چسبیدن باکتری به سطحی با ضریب الاستیک حدود 5 پاسکال است.

    شکل 4. (الف) اندازه‌گیری CFU رشد بیوفیلم باکتری سودوموناس روی هر دو بستر بدون الگو و با الگوی HAR از نانومیله که با پلیمرهایی با ضرایب یانگ متنوع ساخته شده‌اند. بسترهای نانومیله‌ای UVO-144 (2 GPa) و NOA61 (500 MPa) ، برخلاف بسترهای بدون الگوی کنترل کننده، افزایش رشد را نشان می‌دهند. هرچند که، یک روند متقابل از رشد بیوفیلم، به لطف اضافه شدن نانومیله‌ها HAR در نرم‌ترین پلیمر (NOA65) اتفاق افتاد. (ب) روند متقابل رشد وقتی که یک پوشش 20 نانومتری از طلا بر روی نانومیله‌ها اعمال و باعث افزایش سختی مؤثر آنها شد ، مشاهده نشد؛ که نشان دهنده یک حد بالا از طیف سختی مؤثر برای مهار رشد بیوفیلم است. CFU برمبنای رقیق‌سازی 4-10 بودند.

    در مقابل، وقتی یک لایه‌ی 20 نانومتری طلا روی همان سه نانوآرایه‌ی پلیمری، اعمال شد، همانطور که در شکل 4 (ب) نشان داده شده، روند متقابلی از رشد دیده نشد. تأثیر تخمینی لایه‌ی طلا که ضریبی 79 GPa دارد، افزایش حدود 20 برابری سفتی در پوسته های پلیمری -هسته فلزی- است. با این افزایش به وجود آمده در سختی مؤثر نانوآرایه‌ی HAR ، نقطه برگشتی از رشد، در آرایه‌ی پلیمری 20 مگاپاسکال مشاهده نشد که نشان‌دهنده‌ی حد بالا از محدوده‌ی مهار رشد بیوفیلم است. این مقادیر از سختی مؤثر به خودی‌خود نه تنها وقتی که باکتری با انتهای نانومیله‌ها بلکه وقتی با نقاط پایه‌ای باثبات هندسی و در واقع با سطح پایه در تماس است، کمتر تخمین زده می‌شوند. میانگین سختی مؤثر این سطوح که در آن پدیده‌ی چسبندگی گزینشی رخ دهد، می‌تواند بالاتر فرض شود.

    گذشته از این، ماهیت دینامیکی منفعل هریک از سطوح، ممکن است یک هدف ناپایدار و نامساعد را برای باکتری جهت پیوستن، تداعی کند. تغییر شکل ناشی از فشار تحمیل شده از باکتری‌ها، ممکن است باعث این تصور شود که آنها یک نوع جامد خمیری شکل هستند، این درحالی است که بیوفیلم‌ها به دنبال یک سطح بی‌حرکت و ایمن جهت تشکیل کلونی هستند. بنابراین نقش قاعده‌ی سختی مؤثر در مهار پیوستن باکتری‌ها ممکن است راهکارهای مبتنی بر سطح امیدبخشی را جهت استفاده در ابزارهای مختلف برای جلوگیری از انباشت بیوفیلم، بوجود آورد.

    4. نتیجه‌گیری

    ما با استفاده از یک پلتفرم ترکیبی بدیع، پارامترهای کلیدی نانومقیاس هندسی و مکانیکی مربوط به سطوح را ارائه کردیم که قادر به هدایت الگوی چسبیدن باکتری و رفتار رشد بیوفیلم در برد بلند است. به طور تجربی ثابت شد که فاصله‌ی مابین خصوصیات سطح، یک پارامتر حیاتی در کنترل تجمع است و می‌تواند جهت واداشتن به نظم‌گیری در فازهای خاص با استفاده از طیفی از ویژگی ها در اندازه چیدمان سلول باکتری به کار رود. بعلاوه، برای اولین بار بود که پیوستن گزینشی باکتری روی نانوساختارهای سازگار HAR شرح داده شد. این مطالعه، یافته‌های اخیر در رابطه با رفتار گزینش مکانیکی باکتری را به یک رژیم با سختی مؤثر بسیار کمتر در حدود µm nN−1 50 ، معادل با غشای نازک مسطحی با ضریبی به پایینی 5 پاسکال، ارتقاء داد. علاوه بر این، یک استراتژی کاملا جدید جهت بهره‌برداری از چسبندگی گزینشی را نشان داد. وقتی انطباق مؤثر نانوآرایه‌ی مو مانند از یک مقدار آستانه فراتر می‌رود، رشد بیوفیلم در مقایسه با سطح کاربری صاف، مهار می‌شود. همانطور که مؤکداً اشاره شد، این یک خصوصیت مبتنی بر ساختار مکانیکی است و به عوامل شیمیایی سطحی وابسته نبوده و نسبت به پوشانیده شدن حساس نیست و احتمالا ماندگار است. به عنوان یک رویکرد جدید بالقوه، نانوآرایه‌های HAR به تقلید از یک سطح صاف بسیار انطباق پذیر، برای ابزارهای گوناگون کنترل و مهار انباشت بیوفیلم را نوید می‌دهد.

    تشکر و قدردانی
    ما از دکتر یانرونگ وین چای، دکتر سیگولن لکویر و آنا ونگ برای تکنیک‌های بیولوژیک سپاسگذاریم. مطالعه توسط دفتر تحقیقات نیروی دریایی (اعطایی به شماره N000141110641) و طرح‌های پیشرفته‌ی تحقیقاتی BASF دانشگاه هاروارد، حمایت شد.

    منابع

    [1] Shapiro J 1998 Thinking about bacterial populations as multicellular organisms Annu. Rev. Microbiol. 52 81-104
    [2] Costerton J W and Stewart P S 2001 Ba52ttling biofilms—the war is against bacterial colonies that cause some of the most tenacious infections known. The weapon is knowledge of the enemy’ s communication systemSci. Am. 285 74– 81
    [3] Christie A O and Dalley R 1987 Barnacle fouling and its prevention Barnacle Biology ed A J Southward (Rotterdam:CRC/Balkema) pp 419– 33
    [4] Davies D 2003 Understanding biofilm resistance to antibacterial agents Nature Rev. Drug Discov. 2 114–22
    [5] Klevens R et al 2007 Estimating health care-associated infections and deaths in US hospitals, 2002 Public Health Rep. 122 160–6
    [6] Marsh P 2005 Dental plaque: biological significance of a biofilm and community life style J. Clin. Periodontol. 32 7–15
    [7] Blango M and Mulvey M 2009 Bacterial landlines: contact-dependent signaling in bacterial populations Curr. Opin. Microbiol. 12 177–81
    [8] Ben-Jacob E, Cohen I and Gutnick D L 1998 Cooperative organization of bacterial colonies: from genotype to morphotype Ann. Rev. Microbiol. 52 779 806
    [9] Klausen M et al 2003 Involvement of bacterial migration in the development of complex multicellular structures in Pseudomonas aeruginosa biofilms Mol. Microbiol. 50 61–8
    [10] Stewart P S and Franklin M J 2008 Physiological heterogeneity in biofilms Nature Rev. Microbiol. 6 199 210
    [11] Vlamakis H et al 2008 Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community Genes Dev. 22 945
    [12] Epstein A et al 2010 Bacterial biofilm shows persistent resistance to liquid wetting and gas penetration Proc. Natl Acad. Sci. 108 995–1000
    [13] Banerjee I, Pangule R and Kane R 2010 Antifouling coatings: recent developments in the design of surfaces that prevent fouling by proteins, bacteria, and marine organisms Adv. Mater. 23 690–718
    [14] Park K D et al 1998 Bacterial adhesion on PEG modified polyurethane surfaces Biomaterials 19 851–9
    [15] Prime K L and Whitesides G M 1991 Self-assembled organic monolayers: model systems for studying adsorption of proteins at surfaces Science 252 1164
    [16] Bos R et al 2000 Retention of bacteria on a substratum surface with micro patterned hydrophobicity FEMS Microbiol. Lett. 189 311–5
    [17] Gristina A 1987 Biomaterial-centered infection: microbial adhesion versus tissue integration Science 237 1588
    [18] Neu T 1996 Significance of bacterial surface-active compounds in interaction of bacteria with interfaces Microbiol. Rev. 60 151–66
    [19] Hall-Stoodley L, Costerton J W and Stoodley P 2004 Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases Nature Rev. Microbiol. 2 95–108
    [20] Trevors J 1987 Silver resistance and accumulation in bacteria Enzyme Microbial Technol. 9 331–3
    [21] Costerton J, Stewart P and Greenberg E 1999 Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections Science 284 1318
    [22] Schumacher J et al 2007 Engineered antifouling microtopographies—effect of feature size, geometry, and roughness on settlement of zoospores of the green alga Ulva Biofouling 23 55–62
    [23] Discher D, Janmey P andWang Y 2005 Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate Science 310 1139
    [24] Huebsch N et al 2010 Harnessing traction-mediated manipulation of the cell/matrix interface to control stem cell fate Nature Mater. 9 518–26
    [25] Stevens M M and George J H 2005 Exploring and engineering the cell surface interface Science 310 1135–8
    [26] DaveyM and O’toole G 2000 Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64 847
    [27] Lichter J et al 2008 Substrata mechanical stiffness can regulate adhesion of viable bacteria Biomacromolecules 9 1571–8
    [28] Hochbaum A and Aizenberg J 2010 Bacteria pattern spontaneously on periodic nanostructure arrays Nano Lett. 10 3717–21
    [29] Pokroy B et al 2009 Fabrication of bioinspired actuated nanostructures with arbitrary geometry and stiffness Adv. Mater. 21 463–9
    [30] Kim P et al 2011 Structural transformation by electrodeposition on patterned substrates (STEPS): a new versatile nanofabrication method Nano Lett. doi:10.1021/nl200426g

نظر دادن

از پر شدن تمامی موارد الزامی ستاره‌دار (*) اطمینان حاصل کنید. کد HTML مجاز نیست.